Conditions de maintien en température des animaux de laboratoire. Règles d'alimentation des animaux de laboratoire. Algorithme de création de modèle

Les animaux de laboratoire sont tous les vertébrés utilisés pour la recherche scientifique, l'éducation ou les tests. Classiquement, ils sont divisés en traditionnels, c'est-à-dire les plus couramment utilisés dans les expériences, et non traditionnels, qui sont rarement utilisés dans la recherche biomédicale. Les traditionnels comprennent les souris de laboratoire, les rats, les lapins, les cobayes, les hamsters, les chats, les chiens, les singes, etc. Les non traditionnels comprennent les gerbilles, les écureuils terrestres, les poissons, les opossums, les tatous, etc.
Exigences zoohygiéniques pour l'aménagement d'un vivarium. La pièce où, sous le contrôle de spécialistes de l'élevage d'animaux de laboratoire, l'entretien, la reproduction d'animaux utilisés à des fins expérimentales (scientifiques) ou éducatives, ainsi que pour la pratique des soins de santé, s'appelle un vivarium (du lat. \ivus - vivre).
Le choix de la technologie pour la détention et l'élevage des animaux de laboratoire, ainsi que la planification et la conception des locaux pour les animaux, sont déterminés par la catégorie microbiologique (statut) des animaux.
Les locaux destinés à l'élevage des animaux doivent assurer leur vie normale. Tout écart par rapport à la norme dans l'environnement entourant l'animal affecte immédiatement son état interne. Wow conduit inévitablement à une distorsion des résultats de la recherche scientifique.
Ainsi, les exigences en matière de locaux pour animaux sont étroitement liées à l'obtention de résultats expérimentaux objectifs (fiables) et à leur reproductibilité dans le futur.
Un vivarium bien conçu, bien construit, construit et bien entretenu est un élément essentiel de la gestion et de l'utilisation appropriées des animaux et facilite un fonctionnement efficace, économique et sûr. La conception et la taille du vivarium sont déterminées par l'ampleur des travaux de recherche sur les animaux dans cette institution scientifique, le type d'animaux qu'il contient, l'emplacement du vivarium par rapport aux autres bâtiments et la zone géographique où il se trouve.
Une exigence nécessaire pour assurer la garde correcte des animaux et protéger la santé du personnel de service est la séparation des locaux où les animaux sont gardés des locaux de service.
Une planification réfléchie vous permet de placer le vivarium à côté ou à proximité du laboratoire de recherche.

1 - une salle pour recevoir les animaux; 2 - décalage g pour recevoir le contrôle des animaux ; 3 - manger pour l'observation des animaux; 4 - locaux administratifs et auxiliaires : 5 - vestiaire ; 6 - salle de bain; 7 - couloir propre; 8 - entrepôt 9 - salle "pré-procédurale" ; 10 - salle pour garder les animaux: 11 - salle préparatoire de rechange; 12 - chambre à coucher; 13 - salle des machines ; 14 - salle d'incinération des déchets ; 15 - couloir sale; 1B - salle de stérilisation.

elle, en les séparant par des barrières telles qu'un vestibule, un couloir ou un sol. Le vivarium doit comprendre : 1) des locaux pour recevoir les animaux ; 2) service de quarantaine ;

chambres pour garder des animaux;
manipulation; 5) salle d'opération ; 6) salle de diagnostic vétérinaire et autres services de soutien.

Un schéma approximatif d'un bâtiment biologique typique (vivarium) est illustré à la fig. 54.
Le vivarium assure l'isolement des animaux arrivés et en quarantaine et dans la salle d'isolement, l'isolement des cours d'eau propres et sales, l'éclairage naturel et artificiel, le chauffage, la ventilation continue, l'approvisionnement en eau froide et chaude et les égouts.
Lors du choix des matériaux de construction, la préférence doit être donnée au nettoyage le plus efficace et le plus facile des locaux. Pour finir les surfaces intérieures, il est nécessaire d'utiliser des matériaux durables, hydrofuges, ignifuges et sans soudure. Les surfaces doivent être très résistantes aux agents de nettoyage mécaniques et chimiques, aux jets d'eau à haute pression et aux chocs. Lors du revêtement de surfaces avec lesquelles les animaux peuvent entrer en contact avec de la peinture et des carreaux, il est nécessaire de prévoir l'utilisation de matériaux non toxiques. Lors de la construction de structures à l'extérieur, des matériaux résistants aux intempéries et faciles à nettoyer doivent être utilisés.
Les couloirs doivent être suffisamment larges pour permettre le libre passage du personnel et la livraison des équipements. Pour la plupart des structures, des couloirs d'une largeur de 1,8 à 2,4 m sont recommandés.
Pour des raisons de sécurité, les portes doivent s'ouvrir vers l'intérieur des locaux où sont détenus les animaux ; cependant, s'il devient nécessaire d'ouvrir les portes du couloir, il faut prévoir la construction d'un vestibule. Pour des raisons de sécurité et autres, les portes avec des fenêtres de visualisation doivent être préférées. Les portes doivent être suffisamment grandes (environ 105 x 210 cm) pour permettre un accès facile aux mangeoires et à l'équipement.
S'il est nécessaire ou souhaitable de restreindre l'accès à certaines pièces (par exemple, lors de l'utilisation de substances dangereuses), les portes doivent être équipées de serrures. Dans le même temps, la conception des portes devrait prévoir la possibilité de les ouvrir de l'intérieur sans clé.
Les sols doivent être hydrofuges, non absorbants, résistants aux chocs et relativement lisses.
Les murs doivent être lisses, hydrofuges, non absorbants et résistants aux chocs. Ils ne doivent pas présenter de fissures, d'ouvertures non scellées par lesquelles passent les communications ou de joints mal scellés avec les portes, les plafonds, les sols et les angles. Les matériaux qui recouvrent les surfaces murales doivent être suffisamment résistants et résister aux traitements avec des détergents et des désinfectants, ainsi qu'à l'eau sous forte pression.
Les plafonds doivent être lisses, étanches et exempts de joints défectueux. Les matériaux qui recouvrent les plafonds doivent résister au traitement avec des détergents et des désinfectants. Les plafonds recouverts de plâtre ou de plâtre sec résistant au feu doivent être traités avec un matériau d'étanchéité et peints avec une peinture lavable. Les plafonds formés par un plancher de béton à l'étage supérieur sont considérés acceptables s'ils sont lisses, calfeutrés et peints.
Les locaux de manipulation ou de stockage des aliments pour animaux ou des ingrédients des aliments pour animaux doivent être maintenus propres et protégés des parasites. Les aliments ne doivent pas être stockés sur le sol, mais sur des palettes, des étagères ou des chariots.
La conception et l'emplacement des mangeoires doivent permettre un accès facile aux aliments et minimiser les risques de contamination par l'urine et les matières fécales. Dans des circonstances normales, les animaux devraient avoir libre accès à de l'eau potable selon leurs besoins individuels.
La litière des animaux est un facteur environnemental contrôlable qui peut influencer à la fois les données expérimentales et l'état de l'animal. Pour maintenir la qualité et minimiser la possibilité de contamination des matériaux de litière, ils ne doivent pas être transportés et stockés sur le sol, mais sur des palettes, des étagères ou des chariots. La fréquence et l'intensité du nettoyage et de la désinfection dépendent des exigences d'un environnement sain pour l'animal, en tenant compte de son comportement normal et de ses caractéristiques physiologiques.
La fréquence de désinfection des cages, des supports et des équipements auxiliaires est déterminée par le type de cages utilisées et les pratiques de soins des animaux adoptées, y compris la litière manuelle ou automatisée régulière et le rinçage régulier des plateaux avec de l'eau. Les cages et le matériel connexe doivent être désinfectés au moins une fois toutes les deux semaines. Les cages à sol solide, les bouteilles d'eau et les tubes à boire nécessitent généralement une désinfection au moins une fois par semaine.
La désinfection est assez efficace lors du lavage et du rinçage avec de l'eau chauffée à 60-80°C ou plus.
L'inventaire utilisé pour le nettoyage doit être affecté à certains

pièces et ne doivent pas être déplacés d'une pièce à l'autre. L'inventaire lui-même doit être nettoyé régulièrement; de plus, il doit être réalisé en matériaux résistants à la corrosion.
La prévention des maladies est un élément essentiel des soins vétérinaires pour les animaux. Des programmes de prévention efficaces améliorent la valeur scientifique des animaux en préservant leur santé et en minimisant le risque de changements liés à la maladie dans leur état. Les programmes de prévention comprennent diverses combinaisons de règles, de procédures et de méthodes liées à la quarantaine des animaux et à la stabilisation sanitaire, ainsi qu'à la séparation des animaux en fonction de l'espèce, de la source d'entrée et de l'état de santé.
La quarantaine consiste à séparer les animaux nouvellement arrivés des animaux déjà dans le vivarium, jusqu'à ce que l'état de santé et, éventuellement, la microflore des animaux nouvellement arrivés soient pleinement déterminés.
L'élevage séparé d'animaux de la même espèce peut être utilisé dans les cas où les animaux reçus de différents centres ou sources sont porteurs de divers micro-organismes pathogènes (Sidorchuk A.A., Glushkov A.A., 2002).
Après la quarantaine (souris, rats - 10 jours, chiens - 30 jours, autres animaux - 21 jours), les animaux sont marqués (souris et rats - par coloration, lapins - en mettant une étiquette avec un numéro sur l'oreille, oiseaux - par baguage ), examiner, peser, mesurer la température, la fréquence respiratoire, le pouls. S'il n'y a pas d'écart par rapport à la norme, l'animal est emmené dans l'expérience et transféré dans une pièce spéciale. Les animaux qui ont quitté l'expérience sont soumis à une mise à mort sans douleur (euthanasie). Les petits animaux sont tués par décapitation ou inhalation de chloroforme (éther), les lapins - par embolie gazeuse, les gros animaux - par courant électrique.
Équipement de vivarium et microclimat. La climatisation est un moyen efficace de contrôler la température et l'humidité de l'air. La conception des systèmes de chauffage, de ventilation et de climatisation doit garantir leur fiabilité, leur facilité d'utilisation et leurs économies d'énergie.
L'humidité relative est généralement maintenue entre 30 et 70 % tout au long de l'année. En cas de défaillance partielle du système CVC, un système d'urgence doit être fourni pour s'assurer que les niveaux de température et d'humidité sont maintenus dans une plage acceptable.
Dans certains cas, il est recommandé d'utiliser des filtres pour nettoyer l'air entrant dans les locaux pour garder les animaux, effectuer des procédures expérimentales et des procédures chirurgicales.
Le système électrique doit être sûr et fournir un éclairage adéquat, un nombre suffisant de prises et assurer un courant suffisant pour les équipements spéciaux. En cas de panne de courant, une source d'alimentation alternative ou d'urgence doit être fournie pour assurer le fonctionnement des systèmes critiques ou des systèmes auxiliaires (par exemple, congélateurs, racks ventilés et isolateurs) dans les animaleries, les salles d'opération et autres zones critiques.
Les zones de stockage des déchets doivent être séparées des autres zones de stockage. Pour stocker les cadavres d'animaux et leurs tissus, il faut disposer d'une chambre froide
Avec chambre frigorifique, séparée des autres chambres froides ; dans une telle pièce, la température ne doit pas dépasser 7 ° C afin d'exclure la possibilité de décomposition des déchets et des carcasses d'animaux.
Lors de l'utilisation d'un vivarium, le contrôle du bruit est d'une grande importance. En termes de protection contre le bruit, les murs en briques semblent être plus efficaces que les murs en métal ou en plâtre, car, en raison de leur densité, ils transmettent moins le son. Dans certaines situations, des matériaux d'insonorisation fonctionnels fixés aux murs ou aux plafonds peuvent être utilisés pour réduire les niveaux de bruit. Une certaine attention doit être accordée à la réduction du niveau de bruit généré par l'équipement en fonctionnement, en particulier dans la gamme des ultrasons.
Dans le vivarium, il est nécessaire de prévoir une zone unique spéciale pour la désinfection des cages et des équipements auxiliaires. Il est généralement recommandé d'utiliser des laveuses mécaniques pour le lavage des cages, qui doivent être sélectionnées en fonction du type de cages et d'autres équipements.
L'enceinte principale (généralement une cage, un enclos ou une stalle) délimite l'habitat immédiat de l'animal. Clôtures principales acceptables :

répondre aux besoins physiologiques et comportementaux normaux de l'animal, y compris la miction et la défécation, le maintien de la température corporelle, des mouvements et une posture normaux et, si indiqué, la reproduction ;
assurer les relations sociales et l'établissement de relations hiérarchiques à l'intérieur ou entre les clôtures ;
permettre aux animaux de rester propres et secs (selon les besoins de l'espèce) ;
ventilation ooespechivay odsloshpuyu ; permettre aux animaux d'avoir accès à de la nourriture et de l'eau et faciliter le remplissage, le changement, l'entretien et le nettoyage des plats qui contiennent de la nourriture et de l'eau ;
assurer la sécurité de l'animal, c'est-à-dire exclure la possibilité qu'il vole, qu'il pénètre accidentellement (tout ou ses membres) dans des fissures ou qu'il se coince entre des surfaces opposées ;
ne pas avoir d'arêtes vives ou de protubérances pouvant blesser l'animal ;
permettent d'observer les animaux, presque sans les déranger.

Les enclos primaires doivent être constitués de matériaux qui répondent à la fois aux besoins des animaux et aux exigences d'hygiène et d'assainissement. Ils doivent avoir des surfaces lisses et imperméables avec un minimum de saillies, de coudes, de coins et de surfaces de contact pour réduire l'accumulation de saleté, de débris et d'humidité et permettre leur nettoyage et leur désinfection. Ils doivent être faits de matériaux durables qui ne se corroderont pas et résisteront à une manipulation brutale sans se fissurer, se casser ou rouiller. Un matériau moins durable, comme le bois, peut être plus approprié dans certaines situations et peut être utilisé dans la construction de perchoirs, de structures d'escalade, de loisirs et de clôtures. Les clôtures primaires doivent être remplacées périodiquement en raison de leur destruction ou si leur désinfection est difficile.
Toutes les clôtures principales doivent être maintenues en bon état pour empêcher les animaux de s'échapper ou de se blesser, favoriser leur confort physique et faciliter leur
assainissement et entretien. Les équipements rouillés ou oxydés qui mettent en danger la santé ou la sécurité des animaux doivent être réparés ou remplacés par de nouveaux équipements.
Certains systèmes de logement pour animaux ont des cages et des équipements de ventilation spéciaux, notamment des cages avec filtres intégrés, des cages ventilées, des isolateurs et de petites boîtes. De manière générale, de tels systèmes ont pour but de minimiser la propagation d'agents infectieux par voie aérienne entre cellules ou groupes de cellules.
Les rongeurs sont souvent placés sur un sol en treillis métallique, ce qui facilite l'assainissement en permettant de recueillir l'urine et les matières fécales dans des bacs en dessous. Cependant, selon certains rapports, les cages à fond solide et à litière sont préférables pour les rongeurs. D'autres espèces animales, comme les chiens et les primates, utilisent souvent des revêtements de sol en vinyle.

La température et l'humidité relative de l'environnement peuvent dépendre de la conception des locaux et des conditions dans lesquelles les animaux sont hébergés. Les facteurs qui peuvent contribuer aux fluctuations de température et d'humidité comprennent la conception et les matériaux de la clôture, l'utilisation d'une passoire avec rallonge, le nombre d'animaux par cage, la ventilation de la clôture, la fréquence de changement de la litière et sa composition.
Dans certaines situations, telles que la récupération post-opératoire, le maintien des poussins pendant les premiers jours après l'éclosion, le maintien de certains rongeurs sans poils et des nouveau-nés séparés de leur mère, une température plus élevée peut être nécessaire. La plage d'augmentation de la température dépend des conditions de détention (Berghof P.K., 1998).
Lors de l'élevage d'animaux dans un espace confiné, la plage de fluctuations diurnes de la température doit être réduite au minimum afin d'éviter des effets répétés sur le métabolisme et le comportement des animaux qui changent pour compenser les changements de température ambiante. Les niveaux d'humidité relative doivent également être contrôlés, mais sur une plage plus large que la température (plage acceptable

Le bruit, dont la source sont les animaux et leurs accompagnateurs, est une caractéristique indispensable d'un vivarium en fonctionnement. Par conséquent, lors de la conception et de l'exploitation d'un vivarium, il est nécessaire de prendre en compte la possibilité de contrôler le niveau de bruit.
Les animaux bruyants tels que les chiens, les cochons, les chèvres et les primates doivent être tenus à l'écart des animaux calmes tels que les rongeurs, les lapins et les chats. L'exposition à des niveaux de bruit supérieurs à 85 dB peut affecter à la fois l'aide auditive et d'autres organes. De nombreuses espèces animales ont la capacité d'entendre des sons à des fréquences qui ne sont pas disponibles pour l'homme. Une attention particulière doit donc être accordée à l'impact potentiel des équipements, tels que les équipements vidéo, et les matériaux qui produisent du bruit dans la plage d'audition des animaux à proximité. Les radios, réveils et autres appareils produisant du bruit ne peuvent être utilisés dans le vivarium, à moins qu'ils ne fassent partie d'appareils ou d'équipements expérimentaux approuvés destinés à enrichir l'habitat des animaux.
Selon le type d'animal et la direction de leur utilisation, la structure de l'habitat devrait comprendre des barres de repos, des étagères ou des perchoirs, des jouets, des mangeoires et des abreuvoirs, du matériel pour construire des nids et des terriers, des tunnels, des balançoires et d'autres éléments qui fournissent aux animaux de grandes opportunités pour la manifestation de comportements spécifiques à l'espèce, en adoptant des postures normales et en contribuant à leur bien-être.
Hébergement et transport d'animaux. Lors de l'hébergement des animaux, il convient de veiller à créer les conditions les plus favorables au comportement spécifique à l'espèce et à minimiser le stress. Pour les espèces animales sociales, une telle exigence implique généralement de les placer dans des paires ou des groupes compatibles. Le personnel de soin des animaux doit élaborer une stratégie pour le placement le plus approprié des animaux qui assure leur santé et leur bien-être, ainsi que les objectifs de l'expérience.
Les souris, les cobayes, les lapins, les rats, les hamsters, les poulets sont placés dans des cages situées sur des supports, en respectant strictement la densité de plantation, les chiens et les singes - dans des cabines séparées, les chats - dans des enclos. Le fond des alvéoles est recouvert d'une fine couche de sciure ou de copeaux préalablement stérilisés à 150-180°C pendant 15-20 minutes. Dans les abreuvoirs des cellules, il doit y avoir de l'eau potable qui répond aux exigences de SanPiN. Il est nécessaire d'observer les normes et le régime d'alimentation. Les plats pour l'eau et les aliments doivent être régulièrement désinfectés, lavés et rincés.
Les besoins en espace des animaux sont déterminés par divers facteurs; dans ce cas, ne prendre en compte que la masse ou la surface du corps de l'animal est insuffisant.
Pour certaines espèces animales, il est plus favorable d'avoir des cloisons (par exemple, les rongeurs, qui se caractérisent par le thigmotaxis), des abris ou une structure cellulaire complexe (par exemple, les chats et les chimpanzés), plutôt qu'une simple augmentation de surface (Rakhmanov A.I. , 2002).
Les indicateurs de statut des animaux tels que la santé, la reproduction, la croissance, le comportement, l'activité et leur utilisation de l'espace peuvent servir d'évaluation de la pertinence de leur placement. Au minimum, l'animal doit avoir suffisamment d'espace pour se tourner et adopter des postures normales, avoir un accès facile aux mangeoires et aux abreuvoirs, et un espace suffisant et libre (recouvert d'une litière propre) où

il peut s'asseoir confortablement et se reposer. Dans une cage pour chats, il est nécessaire d'installer une plate-forme surélevée au-dessus du sol pour se reposer. De telles plates-formes ou rebords sont souvent souhaitables pour les chiens et les primates. L'espace occupé par les mangeoires, les abreuvoirs, les toilettes ou d'autres dispositifs non destinés aux déplacements ou aux loisirs ne doit pas être inclus dans la surface de plancher.
La hauteur des clôtures peut être d'une grande importance pour le comportement normal et l'adaptation de certaines espèces animales. Lors du calcul de la hauteur des cages, tenez compte des postures typiques de l'animal et d'un espace suffisant pour les éléments essentiels de la cage, tels que les mangeoires, les abreuvoirs, les bains-marie. Les primates de certaines espèces utilisent davantage les espaces verticaux de la cage que son sexe. Il est important pour leur bien-être qu'ils puissent grimper haut sur une branche et utiliser suffisamment d'espace vertical pour placer tout leur corps au-dessus du sol de la cage.
Lors du calcul des zones de production, il est nécessaire de partir des normes suivantes pour la mise en cage des animaux (tableau 55).
En tableau. 56 montre les tailles de cage recommandées pour d'autres animaux couramment utilisés dans les expériences de laboratoire. Ces données sont basées sur les besoins de chaque animal. Les dimensions des cages peuvent être révisées s'il est nécessaire d'enrichir l'habitat ou de garder des animaux dont la masse dépasse celle indiquée dans le tableau. Lorsque les animaux sont gardés en groupe, la superficie de l'espace commun n'est pas nécessairement la somme des valeurs préconisées pour la garde individuelle des animaux. Dans la garde d'animaux en groupe, les calculs doivent être basés sur les besoins et les caractéristiques comportementales des animaux de cette espèce, la compatibilité des individus, le nombre d'animaux, ainsi que les tâches qui sont définies lors de leur placement.
Les grands singes pesant plus de 50 kg sont mieux gardés dans des pièces faites de briques, de béton et de grillages, et non dans des cages ordinaires.
Tous les animaux doivent être acquis légalement. Si les chiens et les chats proviennent de marchands ou de stations de piégeage, ces animaux doivent être examinés pour une éventuelle identification. Un tel contrôle peut révéler le fait que l'animal en question était un animal de compagnie ; dans ce cas, son propriétaire doit être établi.
L'utilisation d'animaux de laboratoire spécialement élevés est possible si elle est dictée par des objectifs de recherche, d'éducation ou d'expérimentation.
Tout mouvement d'animaux, y compris à l'intérieur du vivarium, doit être correctement coordonné pour minimiser le temps de déplacement.

Espèces animales	№1asse, kg	Surface au sol par animal, m1	Hauteur du sol au plafond de la cage, cm
lapins	DoZ	0,1	35,6
	JUSQU'À 4	0,3	35,6
	jusqu'à 5	0,4	35,6
	plus de 5	0,5	35,6
chats	jusqu'à 4	0,3	61,0
chats	plus de 5	0,4	61,0
Chiens	jusqu'à 15	0,7	-
	Jusqu'à 30	1,1	-
	plus de 30	2,2	-
Singes (y compris les babouins)
1 personne	jusqu'à 1	0,1	50,8
2 personnes	dose	0,3	76,2
3 personnes	ré O sur	0,4	76,2
4 personnes	jusqu'à 15	0,5	81,3
5 personnes	jusqu'à 25	0,7	91,4
6 personnes	Jusqu'à 30	0,9	116,8
7 personnes	plus de 30	1,4	116,8
les grands singes
1 personne	jusqu'à 20	0,9	139,7
2 personnes	jusqu'à 35	1,4	152,4
3 personnes	plus de 35	2,3	213,4
pigeons	-	0,1	-
Caille	-	0,02	-
poulets	d environ 0,25	0,02	-
	jusqu'à 0,5	0,05	-
	jusqu'à 1,5	0,1	-
	jusqu'à 3.0	0,2	-
	Suite 3,0	0,3	-

et le risque de transmission de zoonoses, protéger les animaux contre l'exposition à des conditions environnementales extrêmes, éviter le surpeuplement des animaux, assurer l'accès à la nourriture et à l'eau si nécessaire, et les protéger contre les blessures physiques. Le stress lié au transport est inévitable, mais il peut être minimisé en tenant dûment compte des facteurs énumérés ci-dessus. Chaque lot d'animaux doit faire l'objet d'un contrôle de conformité aux exigences du receveur et de la présence de signes cliniques de maladie, et les animaux doivent être mis en quarantaine et stabilisés selon des procédures adaptées à l'espèce et aux conditions.
QUESTIONS ET TÂCHES DE CONTRÔLE

Quelles façons de garder les chiens et de prendre soin d'eux connaissez-vous ?
Quelles sont les caractéristiques de garder des chats et d'en prendre soin?
Quelles sont les exigences d'hygiène pour le transport des chiens et des chats ?
Quelle est l'hygiène d'élevage des jeunes chiens et chats ?
Quelles sont les exigences d'hygiène pour l'alimentation et l'abreuvement des chiens et des chats ?
Quelles sont les exigences pour choisir un emplacement pour un vivarium et son agencement?
Quelles sont les exigences zoohygiéniques pour les vivariums ?
Comment le microclimat optimal dans le vivarium est-il assuré ?
Quelles sont les exigences sanitaires et hygiéniques pour garder des animaux de laboratoire ?

Comment les animaux de laboratoire sont-ils hébergés et transportés ?

Thème 4. Utilisation des animaux de laboratoire dans les études diagnostiques. Finalités de l'utilisation d'animaux de laboratoire en virologie

Devoir pour la prochaine leçon

Résumé de la leçon

Tâches

1. Trouvez au microscope optique dans les préparations et dessinez :

a) des corps d'inclusion cytoplasmiques ;

b) corps d'inclusion intranucléaires ;

c) virions du virus de la variole colorés selon Morozov.

2. Familiarisez-vous avec l'appareil et le principe de fonctionnement d'un microscope électronique.

3. Décodez des micrographies électroniques de virions de différents virus (donnez leur schéma).

Travail indépendant des étudiants

Les étudiants se familiarisent avec le dispositif de microscopes optiques, luminescents et électroniques (en laboratoire), dessinent un schéma de la structure d'un microscope électronique. Familiarisez-vous avec la préparation des préparations pour la microscopie électronique. Voir le produit fini dans un microscope à fluorescence. Dessinez un schéma de la méthode RIF directe et indirecte.

Question test :

1. Le dispositif du microscope électronique.

2. Méthodes de préparation de préparations pour visualisation au microscope électronique.

3. Méthodes directes et indirectes de microscopie fluorescente (RIF).

4. Importance de la microscopie électronique et luminescente dans les études virologiques.

But de la leçon : familiariser les étudiants avec les exigences relatives aux types d'animaux de laboratoire, leur quarantaine, leur entretien, leur alimentation, leur étiquetage.

Equipement et matériel : un ensemble d'outils dans le stérilisateur (ciseaux, aiguilles, seringues, pincettes, pinces), animaux de laboratoire, cotons-tiges alcoolisés pour l'étiquetage des peintures, éther, xylène, équipement multimédia, affiches et présentations MS Office PowerPoint sur le sujet de la leçon.

Explication du professeur : La plupart des virus de différents groupes taxonomiques peuvent être distingués les uns des autres sur la base de la pathogénicité pour les animaux de laboratoire d'espèces ou d'âges différents.

4.1 Types d'animaux de laboratoire. Les plus utilisés dans les laboratoires virologiques sont les souris, les rats blancs, les lapins, les cobayes, les hamsters et les poulets. La grippe, les infections à alpha et flavivirus, la fièvre aphteuse (chez les souris nouveau-nées), etc., sont reproduites expérimentalement chez les jeunes souris.Elles sont sensibles à de nombreux virus, elles sont faciles à reproduire et pratiques à utiliser. Il est préférable d'utiliser des souris de lignées consanguines, car elles réagissent presque également à un virus particulier. Les rats créent également des lignées consanguines, mais ces animaux sont plus résistants à certaines infections virales que les souris. L'oncogénicité de certains virus est largement étudiée chez le hamster doré. Pour les expériences virologiques, on utilise généralement des cobayes à poil lisse pesant de 250 à 300 g.

Une infection est parfois étudiée chez des animaux de plusieurs espèces ayant une sensibilité différente à un virus donné, ce qui permet de différencier les virus qui provoquent des symptômes cliniquement similaires de la maladie (par exemple, la fièvre aphteuse, la stomatite vésiculeuse, l'exanthème vésiculaire et la maladie vésiculeuse). maladie des porcs).

Selon les qualités génétiques des animaux de laboratoire sont divisés en quatre groupes:

1) animaux d'origine mixte issus d'élevages différents, ces animaux étant hétérogènes ;

2) animaux obtenus directement de la même source, mais ces animaux sont génétiquement variables ;

3) les lignées consanguines d'animaux. Ils sont obtenus en croisant un frère avec une sœur ou des parents avec des enfants d'au moins 20 générations. Avec cette méthode d'élevage, un degré toujours croissant d'homozygotie est atteint.

4) hybrides homogènes F 1 . Le haut degré d'hétérozygotie caractéristique de chaque hybride est ici associé à l'homogénéité génétique, qui correspond au degré d'homozygotie des lignées parentales. En règle générale, les hybrides F 1 uniformes sont moins variables que les deux lignées parentales. Les animaux-mutants ont un facteur héréditaire exprimé séparément, ce qui provoque une déviation visible de la forme normale.

Le côté négatif de l'isolement du virus chez les animaux de laboratoire est la possibilité d'erreurs de diagnostic dues à l'activation du porteur du virus latent. Dans ce cas, le développement des symptômes de la maladie après l'introduction du matériel n'est pas une conséquence de l'action du virus introduit, mais le résultat de la procédure elle-même, qui viole l'équilibre antérieur dans le corps. À ce moment, un virus ou un autre agent infectieux qui persiste longtemps dans le corps apparaît. Cela se traduit par des symptômes neurologiques aigus (tourne le long de l'axe longitudinal du corps).

La présence d'une infection virale latente peut également se traduire par une diminution ou une disparition de la sensibilité des animaux au virus étudié du fait du phénomène d'interférence. L'effet inverse est également possible, à savoir le phénomène de synergie dans l'action des virus, qui donne parfois des résultats difficiles à interpréter correctement.

Pour certains travaux virologiques, par exemple, lors de l'isolement d'un virus aux propriétés pathogènes inconnues, il est nécessaire d'utiliser des gnotobiotes. Le terme "gnotobiotes" combine deux catégories d'animaux : non microbiens (stériles), ne contenant aucun microbe viable, et les gnotophores - porteurs d'un (monognotophores), de deux (dignotophores) ou de plusieurs micro-organismes (polygnotophores). Actuellement, les animaux exempts de microbes sont divisés en trois groupes selon la dynamique de croissance : I - les singes, les porcelets, les poulets grandissent mieux que les animaux ordinaires ou à égalité avec eux ; II - les rats, les souris, les chiens, les chats grandissent à égalité avec les animaux ordinaires; III - les cochons d'Inde, les lapins, les chevreaux, les agneaux poussent plus mal que les animaux ordinaires.

Les oiseaux stériles sont obtenus par incubation d'œufs avec une coquille stérile dans un incubateur stérile, des animaux de laboratoire - par césarienne ou hystérectomie. Gardez les animaux dans des chambres d'isolement stériles. L'air, l'eau et les aliments doivent être stériles.

Parmi les gnotobiotes, les animaux SPF (Specific pathogen free), qui ne sont exempts que de micro-organismes pathogènes, revêtent une importance particulière. Dans leur corps, il y a toutes les bactéries et virus nécessaires à la vie normale, qui créent ensemble un groupe de microflore dite résidente (utile). Actuellement, des animaux de laboratoire SPF ont été obtenus - rats, cobayes, lapins, porcelets, oiseaux, etc.

4.2 Objectifs de l'utilisation d'animaux de laboratoire. Actuellement, les animaux de laboratoire sont utilisés en virologie pour :

- détection du virus dans le matériel pathologique ;

- isolement primaire du virus à partir du matériel pathologique ;

- accumulation de masse virale ;

– maintenir le virus en laboratoire dans un état actif ;

– titrage des virus ;

- obtention de sérums hyperimmuns ;

– comme objet de test dans la réaction de neutralisation.

En virologie, on utilise des lapins, des cobayes, des rats blancs, des souris blanches, des hamsters dorés. Cependant, seuls certains virus peuvent être cultivés chez les animaux de ces espèces. Dans de nombreux cas, d'autres animaux sensibles à ce virus sont utilisés aux mêmes fins : poulets, pigeons, chatons, chiots, etc. Ainsi, un bioessai dans le diagnostic de la variole est placé sur les poulets, la clavelée sur les moutons, la peste porcine sur cochettes.

4.3 Exigences pour les animaux de laboratoire. Lors de la constitution de groupes d'animaux pour des études virologiques, les exigences suivantes doivent être respectées :

- l'animal doit être sensible à ce virus ;

– son âge est d'une grande importance pour la culture de nombreux virus. La plupart des virus se multiplient mieux dans le corps des animaux jeunes et même nouveau-nés. Par exemple, les souris allaitantes sont utilisées pour les dosages biologiques de la rage et de la fièvre aphteuse, et les poulets sont utilisés pour la laryngotrachéite aviaire. Mais en même temps, l'infection de lapins adultes par le virus de la maladie d'Aujeszky entraîne l'apparition de signes cliniques frappants et spécifiques de la maladie ;

- la sensibilité standard est obtenue en sélectionnant des animaux d'un certain âge et de poids identique ;

– les animaux de laboratoire doivent être en bonne santé. Les animaux entrant dans le vivarium du laboratoire de virologie doivent provenir d'une ferme indemne de maladies infectieuses. Ils sont maintenus en isolement, c'est-à-dire en quarantaine (souris et rats blancs pendant 14 jours, et autres animaux pendant 21 jours). Pendant cette période, les animaux sont surveillés quotidiennement. Si une maladie infectieuse est suspectée, les animaux sont soumis à des tests de laboratoire. Si une maladie infectieuse est établie parmi les animaux, tout le lot entrant est détruit.

4.4 Entretien des animaux de laboratoire. Un vivarium pour animaux de laboratoire doit comporter une animalerie principale, une salle de lavage (avec un box, des installations de séchage et de stérilisation), une cuisine de préparation des aliments avec au moins une table équipée pour la préparation des aliments et un réfrigérateur pour les produits périssables, un garde-manger, un bloc opératoire, un vestiaire et des sanitaires pour le personnel. Les locaux doivent être propres. Les murs et les sols sont facilement désinfectables. Les stocks de nourriture doivent être stockés dans des locaux spéciaux. Dans les endroits où sont gardés des animaux de laboratoire, il est souhaitable de disposer d'un hygromètre et d'un thermomètre.

Il est recommandé de conserver les souris, les rats, les hamsters et les cobayes pendant l'expérience dans des bocaux en verre avec un couvercle en treillis métallique ou en tôle de fer perforée. Cela facilite leur surveillance et les bocaux sont faciles à nettoyer et à désinfecter. Vous pouvez garder les animaux dans des cages en métal, qui sont également faciles à désinfecter.

Comme litière, on utilise des matériaux qui absorbent l'humidité et peuvent être utilisés par les animaux pour construire un nid : copeaux de souris, rats, hamsters, cobayes, furets, poules ; sciure de bois pour grosses souris, rats, hamsters, furets, poulets; paille pour hamsters, cobayes, lapins, chiens, poules; paille pour souris, rats; foin pour souris, rats, hamsters, furets, poulets; sable de poulet. Il convient d'utiliser une litière générant le moins de poussière possible, car celle-ci peut entraîner des maladies respiratoires. Toute literie doit être pré-stérilisée à 100°C pendant 30 minutes.

Les chambres pour animaux de laboratoire sont désinfectées périodiquement, en particulier avant de placer un nouveau lot d'animaux. Ceci s'applique également aux articles de soin des animaux (pelles, grattoirs, panicules, etc.) qui entrent en contact avec le fumier et les déchets divers des locaux. Après la fin de chaque expérience, les cellules doivent être traitées avec des solutions désinfectantes, qui doivent être précédées d'un nettoyage des cellules et des locaux.

Les plats pour la nourriture et l'eau sont humidifiés quotidiennement avec une solution désinfectante, après quoi ils sont lavés et rincés à l'eau claire. Les locaux sont traités avec une solution d'hydroxyde de sodium à 1%, qui est utilisée pendant la journée. Dezkovriki imprégné de solution fraîche tous les 2 jours. Pour la désinfection des articles de soins, le lavage des sols et de la vaisselle, il est recommandé d'utiliser une solution à 3% de chloramine, qui doit être appliquée dans les heures 2. Dans le vivarium, il est nécessaire de détruire les parasites: mouches, moustiques, puces, garrot, tiques, poux, fourmis, souris, rats.

Les animaux de laboratoire sont placés de manière à ce que, d'une part, le fonctionnement de tous les systèmes corporels dans la norme physiologique soit assuré, d'autre part, la réinfection mutuelle et la propagation de l'infection en dehors du vivarium sont exclues. Les animaux sont gardés dans un vivarium en tenant compte de leurs besoins physiologiques en lumière et en température. Ainsi, les souris, les rats ont besoin du crépuscule et d'une température de l'air d'environ 20 ° C, les cobayes, les lapins et les poulets ont besoin de la lumière du jour et de températures comprises entre 16 et 23, 14 et 18 et pas inférieures à 0 ° C, respectivement. La densité de peuplement doit être d'environ 1 g de la masse des animaux de laboratoire pour 1 cm 2 du fond de la cage. Les animaux reçoivent une alimentation régulière et complète et de l'eau potable constante.

S'il n'y a qu'un seul vivarium, les animaux infectés sont isolés des animaux sains, et le nettoyage et l'alimentation commencent à partir de ces derniers. Pour le soin des animaux infectés, des équipements et des mangeoires séparés sont utilisés. Il est préférable d'avoir deux vivariums : pour garder les animaux sains et infectés.

Lorsqu'ils travaillent dans le vivarium, les préposés utilisent des combinaisons : une robe de chambre, des gants en caoutchouc, un tablier et des chaussures imperméables. Dans le vivarium, l'inventaire est désinfecté quotidiennement et un nettoyage humide est effectué à l'aide de désinfectants. A la fin de l'expérience, les cellules sont désinfectées, les animaux morts sont neutralisés par brûlage dans des fours ou par autoclavage.

Des animaux de même poids, température, composition sanguine, etc. sont sélectionnés dans le groupe expérimental.Le succès de l'isolement, du titrage et du passage du virus en dépend en grande partie. Cela tient compte de la sensibilité des animaux à divers virus. Les animaux sélectionnés sont étiquetés, répartis dans des bocaux ou des cages, la date de l'expérience, son nombre, la dose infectante ou prophylactique du médicament et, le cas échéant, la façon dont les animaux sont étiquetés sont notés. Ce dernier est important lorsque des animaux de plusieurs groupes se trouvent dans le même bocal ou la même cage.

Tableau 1

Poids des animaux à différents âges

RD-APK 3.10.07.02-09

MINISTÈRE DE L'AGRICULTURE
FÉDÉRATION RUSSE

Moscou 2009

Développé par: Ph.D. s.-x. Sciences, arts. scientifique collaborateur P. N. Vinogradov, Ph.D. technologie. Sciences S.S. Shevchenko, O.L. Sédov, E.S. Garafutdinova, M.F. Malygin (CPS "Giproniselkoz"); dr vétérinaire. sciences, prof. V.G. Tyurine (GNU VNIIVSGE)

INTRODUIT : SPC "Giproniselkoz".

APPROUVÉ ET MIS EN VIGUEUR : Vice-ministre de l'Agriculture de la Fédération de Russie A.I. Belyaev 1 décembre 2009

CONÇU POUR LA PREMIÈRE FOIS.

Date de lancement 15/12/2009

1. Dispositions générales

1.1. Ces directives s'appliquent à tous les organismes de recherche et établissements d'enseignement du complexe agro-industriel de Russie, quelle que soit leur forme organisationnelle et juridique, utilisant des animaux de laboratoire (expérimentaux, expérimentaux) dans leur travail.

Conformément à la loi fédérale "sur la réglementation technique" (adoptée par la Douma d'État le 15 décembre 2002 et approuvée par le Conseil de la Fédération le 18 décembre 2002), jusqu'à l'adoption des réglementations pertinentes, la réglementation technique dans le domaine de la prise les mesures vétérinaires et sanitaires sont prises conformément à la loi de la Fédération de Russie " sur la médecine vétérinaire (approuvée le 14 mai 1993, n ° 4979-1).

1.2. Les lignes directrices s'appliquent à la fois aux installations nouvellement conçues pour garder et travailler avec des animaux de laboratoire - cliniques biologiques expérimentales, vivariums, etc., et à celles existantes et reconstruites.

1.3. Les objets pour garder et travailler avec des animaux de laboratoire sont des unités de soutien scientifique d'organismes de recherche, d'établissements d'enseignement et sont créés pour garder et, si nécessaire, élever des animaux de laboratoire utilisés dans des travaux expérimentaux et de recherche. Dans ces installations, le développement indépendant de problèmes scientifiques individuels peut également être effectué.

1.4. Les normes et exigences énoncées dans les présentes lignes directrices pour la conception, la construction et l'exploitation d'installations pour la détention d'animaux de laboratoire visent à assurer la sécurité du personnel travaillant avec des animaux et de la population générale contre l'apparition d'anthropozaonoses et d'autres maladies.

1.5. Le développement, la coordination, l'approbation et la composition de la documentation de projet pour la construction d'installations pour la détention d'animaux de laboratoire sont effectués conformément aux exigences du SNiP 11.01-2003.

1.6. Un objet pour garder des animaux de laboratoire (ci-après dénommé vivarium) est situé dans un bâtiment séparé (complexe de bâtiments) ou aux étages supérieurs des bâtiments de laboratoire des institutions scientifiques vétérinaires de l'État, ainsi que sur le territoire des établissements d'enseignement.

1.7. Les vivariums doivent être alimentés en eau potable de qualité, y compris l'eau chaude, l'électricité, équipés d'égouts (tuyaux d'un diamètre d'au moins 100 mm), d'une ventilation d'alimentation et d'évacuation, d'un chauffage, d'alarmes de sécurité et d'incendie, et de routes d'accès pratiques.

1.8. La distance entre un bâtiment séparé du vivarium et les installations des instituts de recherche, qui comprennent ce vivarium, doit être au moins égale à la distance des coupe-feu établie par les règles de sécurité incendie en vigueur dans la Fédération de Russie.

1.9. Les bâtiments séparés des vivariums doivent être clôturés avec une clôture vierge et séparés de la zone résidentielle par une zone de protection sanitaire. Le territoire doit être paysagé.

Les dimensions de la zone de protection sanitaire sont déterminées par les exigences du SaNPiN 2.2.1 / 2.1.1.1200-03.

1.10. Les dimensions de la zone de protection sanitaire pour les vivariums situés dans des bâtiments administratifs et industriels séparés et ayant une sortie isolée sont convenues dans chaque cas spécifique avec les autorités de surveillance sanitaire et vétérinaire de l'État.

2. Composition, disposition mutuelle et normes de surface des locaux du vivarium

2.1. Chaque vivarium doit comprendre des locaux conçus conformément aux codes et réglementations du bâtiment en vigueur conformément aux exigences vétérinaires et sanitaires en vigueur et aux normes zoohygiéniques, notamment :

salle du personnel avec casiers individuels pour les combinaisons ;

locaux pour l'accueil et la mise en quarantaine des animaux nouvellement entrés dans le vivarium;

isolant;

des locaux d'élevage d'animaux de laboratoire (séparés pour chaque espèce) ou (en accord avec les autorités nationales de tutelle vétérinaire et sanitaire) divisés en sections selon les espèces animales ;

une salle de stérilisation ou une boîte permettant aux chercheurs de travailler avec des animaux non infectés, avec une salle de dissection des animaux et un réfrigérateur pour le stockage temporaire des cadavres;

chambres isolées pour garder des animaux de laboratoire infectés par des cultures d'agents pathogènes d'infections particulièrement dangereuses ou de substances radioactives (séparément) avec une salle d'opération dans chaque chambre isolée avec un réfrigérateur et l'équipement nécessaire pour infecter et disséquer les animaux ;

cuisine d'alimentation pour la préparation des aliments (devrait être équipée d'une cuisinière et d'un réfrigérateur);

service de désinfection et de lavage pour le lavage à l'eau chaude, la désinfection et le séchage des cages et autres équipements ;

un entrepôt de stock de rechange propre (décontaminé) : cages, abreuvoirs, etc. ;

bloc sanitaire (douche et WC) ;

une pièce équipée d'un four pour brûler les cadavres d'animaux ;

une chambre froide commune pour le stockage des cadavres d'animaux ;

entrepôt d'alimentation;

entrepôt de litière ;

dans une pièce séparée ou dans un bâtiment séparé - une unité technique pour les climatiseurs, la ventilation, les installations électriques et autres installations spéciales.

2.2. Chaque vivarium devrait avoir une pièce pour recevoir les animaux entrants. Dans les vivariums où sont gardés de petits rongeurs, un vestibule isolé est installé devant le service de réception, dans lequel une voiture avec les animaux arrivés entre et décharge.

Lorsque le vivarium est situé aux étages supérieurs des bâtiments du laboratoire, l'aire d'accueil et le vestibule isolé sont situés au premier étage du bâtiment du laboratoire et sont reliés au vivarium par un ascenseur servant uniquement au levage des animaux de laboratoire.

2.3. La salle de réception est une pièce de 12,5 - 18 m 2 avec éclairage naturel et artificiel conforme aux exigences.

La hauteur de toutes les pièces du vivarium est de 3 à 3,5 m.

2.4. La salle de quarantaine se compose de plusieurs salles isolées d'une superficie de 12,5 à 18 m 2 et est isolée des salles qui contiennent des animaux ayant passé la quarantaine et venus pour des expériences.

2.5. Une chambre d'isolement pour animaux malades et suspects de maladies jouxte les locaux de quarantaine. Les zones des chambres d'isolement sont similaires à celles des salles de quarantaine.

2.6. Les locaux destinés à héberger des animaux de laboratoire peuvent déboucher sur un couloir commun ou être situés entre deux couloirs et avoir des issues sur chacun d'eux. Avec une disposition à couloir unique, les services "sales" et "propres" sont situés à différentes extrémités du couloir.

Avec un système à deux couloirs, les aliments, les animaux mis en quarantaine arrivent le long d'un couloir ("propre"), les employés entrent dans des combinaisons propres et des chaussures remplaçables avant de commencer à travailler avec les animaux. Dans un autre couloir ("sale"), les aliments non consommés et le fumier sont enlevés, les cadavres d'animaux sont sortis, les employés sortent après avoir travaillé avec les animaux.

S'il est impossible d'isoler les flux "sales" et "propres", il est permis d'utiliser la même pièce pour l'une ou l'autre des fins, à condition qu'elle soit désinfectée à chaque fois que le flux "sale" la traverse.

2.7. La superficie des locaux pour garder certains types d'animaux de laboratoire est de 12,5 à 18 m 2 ; la superficie des locaux d'élevage des animaux de laboratoire, divisée en sections, est déterminée par calcul.

2.8. La superficie de la salle ou de la boîte de stérilisation pour le travail des chercheurs avec des animaux non infectés est déterminée par calcul, en fonction des spécificités du travail proposé.

2.9. Les surfaces des salles isolées pour travailler avec des animaux de laboratoire infectés par des agents pathogènes d'infections particulièrement dangereuses et pour travailler avec des animaux de laboratoire contaminés par des substances radioactives, ainsi que les surfaces des salles d'opération dans chaque salle isolée, sont déterminées par calcul, sur la base de la conditions de l'équipement technologique et spécial utilisé pour effectuer les manipulations nécessaires.

2.10. La superficie totale des locaux occupés par la cuisine d'alimentation, le service de désinfection et de lavage et le stockage du matériel de rechange propre doit représenter environ 50% de la superficie totale des locaux occupés par les animaux (dans les grands vivariums, ce pourcentage peut être légèrement réduit).

La cuisine d'alimentation se compose de deux salles adjacentes destinées au traitement et à la préparation des aliments. Chaque chambre doit avoir accès au couloir.

Le service de désinfection-lavage (un ou plusieurs) se compose de deux salles reliées par un autoclave traversant ou une chambre à chaleur sèche traversante.

L'appareil du service de désinfection-lavage doit prévoir une séquence différente de son travail:

en présence de matériel infecté - stérilisation préalable de l'inventaire et de la literie avec nettoyage mécanique ultérieur de cette dernière dans une autre pièce ;

stérilisation après nettoyage mécanique des cages et de l'inventaire, lorsqu'il n'y a pas de danger de matériel contaminé.

Quel que soit l'emplacement du vivarium (dans un bâtiment séparé ou au dernier étage du bâtiment du laboratoire), le service de désinfection et de lavage doit être pourvu d'une chute à déchets pour enlever la literie sale et le levage mécanisé des matériaux et équipements.

L'entrepôt pour l'inventaire et le matériel propres est situé à côté du département de désinfection et de lavage.

2.11. Pour le stockage de la litière (copeaux, sciure, tourbe, etc.), deux pièces sont affectées : l'une pour la stérilisation et l'emballage dans les conteneurs utilisés par ce vivarium, l'autre pour le stockage de la litière nouvellement achetée.

2.12. Lors de la conception des locaux du vivarium, il est nécessaire de prévoir une isolation maximale :

tous ses locaux des autres divisions faisant partie de l'institution de recherche ;

locaux de la salle d'isolement et mise en quarantaine des autres locaux du vivarium;

entre la cuisine d'alimentation, les animaleries et le service de désinfection et de lavage.

2.13. Dans chaque cas, la surface occupée par la cuisine d'alimentation, le service de désinfection et de lavage et l'entrepôt pour l'inventaire de rechange propre est déterminée en fonction de l'équipement utilisé, du degré de mécanisation des processus de production et des types d'aliments pour animaux de laboratoire.

Les dimensions des surfaces des locaux ci-dessus sont indiquées dans la mission de conception.

3. Exigences vétérinaires-sanitaires et technologiques pour la construction de solutions pour les locaux de vivarium et les équipements d'ingénierie

Les luminaires et appareils d'éclairage de type fermé doivent être accessibles pour le nettoyage humide.

3.5. Les locaux du vivarium, dans lesquels sont gardés les animaux de laboratoire, sont équipés d'un système de ventilation forcée d'alimentation et d'extraction qui assure la fréquence des échanges d'air et les conditions de température et d'humidité conformément aux données indiquées dans le tableau. .

Espèces animales	Température, °С		Humidité relative, %		Concentration maximale admissible dans l'air
Espèces animales	fluctuation	moyen	fluctuation	moyen	ammoniaque, mg/l	dioxyde de carbone en volume, %	capot	afflux
Souris	18 - 22		50 - 65		0,01	0,15
Les rats	18 - 22		50 - 65		0,01	0,15
Hamsters	18 - 22		50 - 65		0,01	0,15
Cochons d'Inde	15 - 18		50 - 65		0,01	0,15
lapins	15 - 18		50 - 65		0,01	0,15
Chiens	18 - 22		50 - 65		0,01	0,15
chats	18 - 22		50 - 65		0,01	0,15

3.6. Le régime de température et d'humidité dans les autres pièces du vivarium doit être fourni conformément aux données indiquées dans le tableau. .

chambre

Température dans la période froide et de transition de l'année, ° С

Taux de renouvellement de l'air (volumes par heure)

afflux

capot

1. Pour le personnel

2. Pour recevoir des animaux

3. Pour la recherche

4. Lavage-stérilisation

1 - 2

2 - 3

5. Pour l'euthanasie (euthanasie)

6. Ouverture

7. Recyclage

Par calcul

8. Pour garder des animaux de ferme expérimentale

3.11. Pour l'évacuation et la collecte des eaux usées après lavage et désinfection des équipements de process et des sols, il est nécessaire de prévoir la mise en place de bacs recouverts de plaques perforées amovibles et d'échelles. La pente des plateaux doit être d'au moins 0,02.

3.12. Lors de la conception du système d'égouts local des vivariums, les exigences suivantes doivent être respectées:

les eaux usées des salles de brûlage des cadavres sont soumises à une stérilisation en manzhus à la vapeur vive à une température de 120 ° C pendant 30 minutes ou dans une installation à jet de vapeur à une température de 110 ° C pendant 10 minutes; en présence d'infections particulièrement dangereuses, les eaux usées sont stérilisées à 140 ° et 130 ° C pendant 20 et 60 minutes, respectivement;

les eaux usées industrielles et domestiques provenant du lavage des sols et des équipements de lavage et de désinfection doivent être collectées dans un récipient spécial et désinfectées avec des préparations contenant du chlore avant d'être rejetées dans les égouts ;

les égouts pluviaux du territoire des vivariums autonomes défavorables sur le plan vétérinaire et sanitaire sont soumis à une désinfection avec des produits chimiques;

les boues d'épuration mécanique et biologique qui en résultent sont incinérées.

3.13. Les conduites principales de ventilation d'alimentation et d'évacuation, l'alimentation électrique, l'alimentation en eau et les égouts doivent être situés dans des niches spéciales dans les couloirs et avoir un accès libre pour inspection et réparation.

3.14. Les chambres isolées pour garder les animaux de laboratoire infectés par des cultures d'agents pathogènes d'infections particulièrement dangereuses ou de substances radioactives, et la chambre d'isolement sont équipées de systèmes de ventilation locaux avec des filtres qui assurent une purification et une désinfection à 100% de l'air émis. Le système de ventilation doit fournir dans ces pièces une pression d'air atmosphérique réduite (de 3 à 5 mm Hg) par rapport aux autres pièces du vivarium. La ventilation de ces pièces par l'ouverture des fenêtres est interdite.

4. Equipement du vivarium et conditions d'hébergement des animaux

4.1. Souris, rats, hamsters, cobayes et lapins sont hébergés dans des cages montées sur des râteliers métalliques.

4.2. Les supports muraux ou autres doivent être dotés de supports amovibles et d'étagères mobiles, ce qui permet de les convertir en cages de différentes dimensions avec différents types d'animaux de laboratoire.

4.3. Pour calculer la surface de production, il est nécessaire de partir des normes suivantes pour la mise en cage des animaux (tableau).

Espèces animales	Surface minimale du fond de la cage par animal, cm2	Nombre d'animaux
Espèces animales	Surface minimale du fond de la cage par animal, cm2	maximum autorisé dans une cage	par 1 m 2 de surface au sol
Souris			65 adultes ou 240 jeunes animaux
Les rats			20 adultes ou 100 jeunes animaux
Hamsters			30 - 40
Cochons d'Inde			15 - 18
lapins	2000		3 - 4

Remarques.

1. Pour une détermination approximative de la zone de production, il convient de partir du calcul selon lequel 1 cm 2 de la surface du fond de la cage doit représenter 1 g de poids de l'animal.

2. Les rayonnages sont situés principalement le long des murs et devraient occuper environ 40 % de la surface de production.

4.4. Les chiens sont placés dans des cabines séparées (boxes) strictement individuellement. Les dimensions du box doivent correspondre à la longueur et à la hauteur des animaux.

Dimensions de la boxe pour les grands chiens pesant plus de 22,5 kg - 1,2 × 1,8 m = 2,2 m 2, moyens pesant 16 - 22,5 kg - 1,2 × 1,5 m = 1,8 m 2, petits pesant 4,5 - 16 kg - 0,9 × 1,2 m = 1,1 m 2 . L'écart entre les barres est de 4,5 à 5,5 cm, le diamètre des barres métalliques est de 0,5 à 0,6 cm, les parois latérales sont solides. Des boucliers en bois sont posés sur la paroi inférieure (sol).

Nourrir et abreuver - en boxe. Les enclos de promenade sont aménagés individuellement, à raison de 2 m 2 maximum par animal. Temps de marche - au moins 2 fois par jour, durée - au moins 20 minutes. Une garde séparée des mâles des femelles, des chiots et des animaux agressifs doit être prévue.

4.5. Sur le territoire du vivarium pour chiens, des salles spéciales sont en cours de construction, équipées de cabines. Des enclos (promenades) sont attachés aux cabines. Chaque chien doit avoir son propre enclos.

Dimensions cabine, m : longueur - 2 ; largeur - 1,5 ; la hauteur du mur avant - 2,5 et du dos - 1,5 - 2; hauteur de la porte de la cabine - 1,7, largeur - 0,7. Un cadre vitré est installé au-dessus de la porte de la cabine. Au bas de la porte, installée dans la paroi arrière de la cabine, qui est la paroi avant de l'enceinte, un trou est percé dans l'enceinte mesurant 40 × 50 cm, qui est suspendu avec un tissu épais pour la protection hivernale contre le froid.

Dimensions de l'enceinte, m : longueur - 3, largeur - 2, hauteur - 2,2. Dans son mur avant, une porte est faite avec des dimensions de 1,8 × 0,7 m.

4.6. Les chats sont logés dans des enclos de cinq têtes, où des étagères (lits) sont prévues, d'une superficie suffisante pour accueillir tous les animaux. La superficie de la cage en plein air pour un chat est de 0,5 m2. Un vestibule grillagé est aménagé devant l'entrée de la volière.

4.7. Si des animaux de ferme et des oiseaux sont placés dans des vivariums à des fins scientifiques, les locaux qui leur sont destinés sont construits conformément aux normes de conception technologique en vigueur conformément aux normes zoohygiéniques énoncées dans ces normes.

5. Admission des animaux au vivarium

5.1. Le réapprovisionnement du vivarium avec des animaux et des oiseaux est effectué à partir de pépinières spécialisées exemptes de maladies infectieuses.

L'achat d'animaux et d'oiseaux dans d'autres organisations et particuliers est autorisé s'il n'est pas possible de les acheter dans des pépinières et si chaque achat est accompagné d'un certificat vétérinaire du bien-être de l'organisation (ferme, personne privée) pour les maladies infectieuses.

5.2. Les animaux sont admis au vivarium avec un certificat vétérinaire ou des documents d'accompagnement de la pouponnière.

5.3. Les animaux reçus de la pouponnière sont placés dans des sections isolées pendant une période de trois jours pour s'adapter aux nouvelles conditions. Les périodes ultérieures d'isolement ou de quarantaine de ces animaux sont déterminées en fonction des conditions de détention des animaux, de la nature des expérimentations à venir, de la distance, des conditions de transport, etc.

5.4. Pour les animaux non issus de pouponnières, les conditions suivantes de leur quarantaine sont établies :

pour les souris et les rats - 14 jours, les cobayes et les lapins - 21, les chiens et les chats - 30, pour les autres animaux et les oiseaux - 21 jours.

Dans certains cas, lorsque des femelles gestantes, des nouveau-nés et de jeunes animaux sont utilisés dans des expériences, ainsi que dans des expériences à court terme, la durée de la quarantaine peut être réduite si ces animaux sont placés dans des pièces isolées et sous une surveillance appropriée.

5.5. Pendant la période de quarantaine, les animaux sont soumis à une observation clinique quotidienne : thermométrie et enregistrement de l'état général des animaux dans un journal spécial.

5.6. Dans les sections de quarantaine et d'expérimentation, les animaux sont placés dans des cages propres et pré-désinfectées (autoclavées).

5.7. Les animaux du bâtiment de quarantaine sont pris en charge par le personnel affecté à ces locaux.

5.8. Il est interdit de transporter de la nourriture, des combinaisons et du matériel des locaux de quarantaine vers d'autres locaux et sections pour animaux de laboratoire.

5.9. Pendant la période de quarantaine, un changement périodique de cages est effectué. À la fin de la quarantaine, les cages libérées et l'inventaire sont transférés au service de désinfection et de lavage.

Le nettoyage et le lavage des cellules et autres équipements des sections de quarantaine ne peuvent être effectués dans le service général de désinfection et de lavage du vivarium qu'après une désinfection préalable. Les déchets doivent également être décontaminés ou incinérés. Des méthodes de désinfection, de désinfestation et de mode d'autoclavage sont établies dans chaque cas, en fonction des spécificités de l'établissement.

5.10. Pendant la période d'adaptation ou de quarantaine, les animaux suspects de maladies infectieuses sont soumis à un examen bactériologique. Lorsqu'une maladie infectieuse est confirmée, les souris, rats, hamsters, cobayes et lapins de tout le lot entrant sont détruits, et pour les chiens, chats et autres animaux, la période de quarantaine est prolongée en fonction de la maladie établie.

5.11. Les salles de quarantaine après chaque lot d'animaux transférés pour l'expérience et après chaque cas de détection de maladies infectieuses sont soigneusement désinfectées.

5.12. En cas de maladies de masse parmi les animaux observés en quarantaine, ou si des cas individuels de maladies infectieuses particulièrement dangereuses pour les animaux de laboratoire et les humains sont détectés au cours des expériences, l'ensemble des mesures préventives nécessaires est effectué dans le vivarium. Dans ce cas, les expériences sur les animaux sont temporairement suspendues.

5.13. A la fin de la période de quarantaine, les animaux sont transférés dans les sections expérimentales.

6. Mode de fonctionnement et règles de base pour la garde des animaux

6.1. Il est recommandé de garder les animaux d'une seule espèce dans chaque pièce séparée. Si, selon les conditions de l'expérience, il est nécessaire de conserver des animaux de laboratoire d'espèces différentes dans une section, ils doivent être placés sur des supports différents.

6.2. Chaque cage (case, volière, etc.) doit avoir une étiquette indiquant les données sur l'animal et le moment de l'expérience.

6.3. Les animaux de laboratoire et les oiseaux sont gardés dans des cages à fond solide sur une litière ou dans des cages à fond grillagé - un sol. Les copeaux de bois, les copeaux ou la tourbe de litière sont utilisés comme litière. La litière est préalablement autoclavée ou conservée dans une étuve à chaleur sèche (à 150 - 180°C pendant 15 - 20 minutes). L'épaisseur de la couche de litière dans la cage est de 5 à 10 mm. Lorsque les animaux sont gardés dans des cages à fond grillagé, la litière est versée dans un bac (bac) situé sous le fond grillagé.

6.4. Tous les travaux sur les soins et l'entretien des animaux de laboratoire sont construits conformément à la routine quotidienne et au calendrier de travail approuvé par le chef de cette institution. La routine quotidienne prévoit du temps pour désinfecter les locaux et le matériel, distribuer les aliments et effectuer des travaux expérimentaux et des manipulations.

6.5. L'alimentation des animaux de laboratoire est effectuée conformément aux normes en vigueur.

6.6. Les aliments pour animaux et les produits semi-finis sont stockés dans un local spécialement prévu à cet effet. La distribution des aliments est effectuée de la manière prescrite.

Dans la cuisine d'alimentation du vivarium, le stockage de pas plus de deux à trois jours de nourriture est autorisé. Lors de l'alimentation des animaux avec des aliments granulés et s'il y a des trémies d'alimentation dans les cages, la réception anticipée des aliments de l'entrepôt pendant sept à dix jours est autorisée.

6.7. Des coffres spéciaux (en métal ou recouverts d'étain à l'intérieur) sont équipés dans la cuisine d'alimentation et dans le garde-manger du vivarium pour stocker la réserve d'aliments. Les aliments périssables sont conservés au réfrigérateur. La livraison des aliments depuis l'entrepôt est effectuée par du personnel spécialement affecté (travailleurs qui ne sont pas directement impliqués dans les soins aux animaux).

6.8. La distribution des aliments dans les chambres-sections est effectuée par des ouvriers ou du personnel de cuisine spécialement affectés à cet effet dans des plats (récipients) désinfectés affectés à chaque section. La radiation des aliments est effectuée de la manière prescrite en fonction de la disponibilité réelle des animaux pour chaque jour.

6.9. L'accès à la cuisine d'alimentation du personnel s'occupant des animaux de laboratoire et des personnes non autorisées est interdit.

6.10. L'approvisionnement en eau potable des animaux de laboratoire se fait à partir de l'alimentation en eau, la qualité de l'eau doit être conforme à SanPiN 2.1.4.1074-01.

6.11. La germination des grains sur masse verte pour l'alimentation des animaux de laboratoire est réalisée dans des salles spécialement désignées à cet effet. Il est permis de nourrir les animaux avec la masse racinaire des plantes en l'absence de moisissure.

6.12. La distribution d'aliments et l'abreuvement des animaux ne doivent être effectués qu'après avoir nettoyé les locaux, nettoyé ou changé les cages et retiré le matériel sale, les plateaux avec la litière et les autres matériaux à désinfecter ou à éliminer des sections.

6.13. Le nettoyage des cages et le nettoyage des chambres s'effectuent à l'aide d'un inventaire strictement affecté à chaque chambre.

6.14. Avec un changement périodique de cages, les animaux sont transplantés 1 à 2 fois par semaine dans des cages pré-désinfectées avec une litière, des mangeoires et des abreuvoirs préparés. Les cages sales, ainsi que la litière, les mangeoires et les abreuvoirs, sont transférées au service de désinfection et de lavage pour leur traitement ultérieur.

6.15. Les cellules sont nettoyées quotidiennement. Dans le même temps, la litière contaminée et les autres déchets des cages sont collectés dans des réservoirs métalliques spéciaux avec couvercles. Les réservoirs sont hermétiquement fermés et transférés au service de désinfection et de lavage.

6.16. Lors de l'utilisation de cages à fond grillagé et de plateaux isolés des cages, ces dernières sont périodiquement (au moins une fois par semaine) remplacées par de nouvelles. Les palettes sales avec literie sont transférées au service de désinfection et de lavage pour leur traitement ultérieur.

6.17. Lorsqu'un travailleur sert plusieurs types d'animaux de laboratoire, les cages à cobayes sont traitées en premier, puis les cages à souris, rats et lapins, et enfin les salles où sont gardés les chiens et les chats.

6.18. Le lavage et la désinfection des cages, mangeoires et abreuvoirs directement dans les sections sont interdits.

6.19. Avant la fin de la journée de travail dans les sections, le sol est nettoyé à l'eau à l'aide d'une solution à 1 % de chloramine ou d'un autre désinfectant. Au moins une fois par mois, une journée sanitaire est organisée, au cours de laquelle tous les locaux sont nettoyés. L'ordre de la journée sanitaire est déterminé par le chef du vivarium.

6.20. La désinfection, le nettoyage et le lavage des cages, mangeoires, abreuvoirs et autres équipements sont effectués par des ouvriers spécialement affectés au service de désinfection et de lavage. Le contrôle de l'efficacité du nettoyage et de la désinfection de l'inventaire est confié au vétérinaire du vivarium.

6.21. Les conditions de collecte, de stockage, d'enlèvement (ou d'élimination) des déchets (litière, fumier, restes d'aliments, etc.) doivent être déterminées au cas par cas en accord avec les autorités locales et les institutions de Rospotrebnadzor. Lorsque l'on travaille avec du matériel infecté, il est nécessaire de décontaminer les déchets par autoclavage ou traitement avec des solutions désinfectantes.

6.22. Dans les sections avec des animaux de laboratoire, une surveillance constante du régime de température et d'humidité doit être effectuée. Pour contrôler la qualité de l'air ambiant dans les pièces où sont gardés les animaux, il est recommandé de déterminer périodiquement (2 à 3 fois par mois) la concentration de gaz nocifs (dioxyde et ammoniac).

6.23. Le transfert d'animaux pour des expériences est effectué selon des exigences ponctuelles selon la demande annuelle des laboratoires, approuvée par le chef de l'institution. Le travail avec les animaux n'est autorisé que pendant les heures prévues par la routine quotidienne du vivarium.

6.24. Si des animaux malades sont trouvés dans les sections, celles-ci, au su de l'expérimentateur, sont détruites ou transférées en salle d'isolement. La question de l'utilisation ultérieure d'animaux malades est résolue dans un délai maximum de deux jours.

6.25. Les cadavres d'animaux sont conservés dans un réfrigérateur spécial pendant au plus un jour avant l'autopsie pathoanatomique, après quoi ils sont soumis à l'élimination. Le stockage des cadavres d'animaux dans des cages et au sol dans les sections expérimentales est strictement interdit.

6.26. L'autopsie anatomique pathologique des animaux est réalisée par l'expérimentateur. En cas de décès d'un animal, quelle que soit l'expérience, un vétérinaire du vivarium est présent lors de l'autopsie.

6.27. Chaque cas de mort ou d'abattage forcé d'animaux doit être consigné dans un journal spécial.

6.28. Il est interdit de visiter le vivarium par des personnes non autorisées sans autorisation spéciale. Les employés de l'établissement effectuant des travaux dans le vivarium sont tenus de:

respecter les règles établies de la routine quotidienne et l'horaire de travail du vivarium;

procéder à des observations systématiques de leurs animaux de laboratoire ;

tenir à jour la documentation primaire, remplir en temps opportun les étiquettes sur les cages avec des animaux de laboratoire ;

visiter uniquement les locaux du vivarium dans lesquels se trouvent des animaux affectés à cet employé ;

à la fin des expériences ou de tout autre travail en cours avec des animaux de laboratoire, quitter le lieu de travail dans le bon ordre ;

surveiller la radiation en temps opportun des animaux de laboratoire qui ont quitté l'expérience, sont tombés ou ont été forcés de les tuer;

informer les spécialistes du vivarium de tous les cas observés de maladies des animaux de laboratoire, ainsi que d'informer rapidement les spécialistes du vivarium des conditions pathologiques présumées des animaux conformément aux conditions de l'expérience.

6.29. Il est interdit aux employés de l'établissement effectuant des travaux dans le vivarium avec des animaux de laboratoire de donner des instructions aux travailleurs sur le changement du mode de garde et d'alimentation des animaux sans le consentement des spécialistes du vivarium.

6h30. Lorsque des employés de cet établissement effectuent des recherches conjointes sur des animaux dans d'autres établissements, il est interdit pour cette période à ces employés de travailler dans le vivarium (clinique) de leur institut (établissement).

6.31. Toutes les actions pouvant causer de la douleur aux animaux de laboratoire (chirurgies, saignées totales, implantation de capteurs, etc., ainsi que l'abattage forcé d'animaux) doivent être réalisées sous anesthésie. Si, selon les conditions de l'expérience, l'utilisation de l'anesthésie est contre-indiquée, toutes les actions ci-dessus doivent être effectuées dès que possible.

6.32. Pendant l'expérience, l'employé qui mène cette expérience doit nécessairement respecter les règles suivantes pour le traitement sans cruauté des animaux de laboratoire (expérimentaux).

Dans les cas où une intervention chirurgicale ou une expérience de stimulation de la douleur est prévue, l'anesthésie doit être administrée avant que l'animal ne soit attaché à la machine.

Le calcul de la quantité d'anesthésique doit être effectué pour 1 kg ou 1 g de poids animal. Le nom de la substance et sa quantité doivent être enregistrés non seulement dans le protocole de l'expérience, mais également sur une carte spéciale.

Au cours de l'expérience, lorsqu'elle s'avère plus longue que prévu à l'origine, une administration supplémentaire d'anesthésiques est obligatoire.

Si l'expérience aiguë devait se terminer par la mort de l'animal, alors l'expérimentateur doit tuer l'animal avant la fin de l'effet de l'anesthésique.

Après la fin de l'intervention chirurgicale, l'animal doit être transféré dans la salle postopératoire sur une civière spéciale, ce qui exclut la possibilité de déplacement des tissus, de divergence de suture, etc.

L'expérimentateur doit prévoir la possibilité d'apparition de douleur chez l'animal dans la période postopératoire et prescrire des analgésiques.

7. Nombre de préposés au vivarium

7.1. Le nombre de préposés au vivarium est déterminé en fonction du volume et de la nature des études expérimentales, ainsi que du nombre d'animaux de laboratoire. Dans ce cas, il faut partir des normes suivantes pour la charge d'animaux de la même espèce par soignant (en tenant compte des normes de mise en cage des animaux).

Espèces animales	Numéro
Espèces animales	animaux	cellules

Souris	800 - 1000	80 - 100
Les rats	600 - 700	80 - 100
Hamsters		60 - 70
Cochons d'Inde		50 - 70
lapins
Chiens	18 - 20	18 - 20
chats	35 - 40

Lorsqu'une personne sert des animaux de plusieurs espèces, le calcul est effectué sur la base des normes ci-dessus. Dans chaque cas spécifique, lors de la fixation des normes pour la charge de soins aux animaux par travailleur, il est nécessaire de prendre en compte le type de cages, le degré de mécanisation des processus de production, le type d'alimentation (aliment naturel ou granulé), la fréquence, nature et caractéristiques de la recherche, etc.

7.2. Lorsque vous travaillez avec des substances radioactives ou des infections particulièrement dangereuses, ainsi que lorsque vous gardez des espèces animales non répertoriées dans le tableau. , les normes de service sont établies par le responsable d'une institution scientifique en fonction du calendrier des opérations individuelles et en tenant compte des normes en vigueur pour l'entretien des animaux de ferme.

8. Règles d'hygiène personnelle pour les employés du vivarium

8.1. Le personnel du vivarium doit être équipé d'une combinaison, de chaussures de sécurité, de savon et de serviettes conformément à la réglementation en vigueur.

8.2. Dans les chambres avec des animaux, dans la cuisine d'alimentation, dans le service de désinfection et de lavage, il est nécessaire de disposer de solutions désinfectantes pour désinfecter les mains.

8.3. Le personnel du vivarium doit :

avant de commencer le travail, retirez les vêtements extérieurs, les chaussures, mettez une combinaison, des chaussures de sécurité;

à la fin des travaux (de préférence avant le début des travaux), se faire soigner au bloc sanitaire (prendre une douche ou un bain) ;

suspendre les vêtements de maison et les combinaisons uniquement dans différentes sections d'un placard individuel;

périodiquement (mais au moins une fois par mois) désinfecter leurs armoires individuelles ;

à la fin de chaque étape de travail conformément à la routine quotidienne, ainsi qu'avant de manger, assurez-vous de vous laver et de vous désinfecter les mains.

8.4. Il est strictement interdit de manger et de fumer dans les locaux de production du vivarium.

8.5. Les personnes nouvellement embauchées pour travailler avec des animaux de laboratoire doivent subir un examen médical, qui comprend des tests pour la présence d'agents pathogènes de la tuberculose et l'ensemble du groupe d'infections intestinales. Des examens de suivi sont effectués au moins une fois par an. Les patients atteints de tuberculose, vénérienne, cutanée et autres maladies contagieuses ne sont pas autorisés à travailler dans le vivarium.

8.6. Lors d'expériences sur des animaux présentant des agents pathogènes infectieux dangereux pour l'homme, les préposés au vivarium sont soumis à une immunisation prophylactique.

Méthode de fixation

Bétail

L'animal est apprivoisé en serrant la cloison nasale avec les doigts, les pinces de Garms, Nikolaev, les anneaux de nez ou en limitant les mouvements en le tenant par les cornes avec une corde, par le cou, la tête et la deuxième boucle autour du nez. Les membres postérieurs sont fixés avec une boucle de corde, qui est appliquée aux deux membres légèrement au-dessus des jarrets. Lors du nettoyage et de la coupe des sabots sur les membres pelviens des animaux, vous pouvez faire une torsion sur le bas de la jambe.

Les taureaux sont fixés avec des anneaux de nez et un collier solide avec une chaîne.

Les taureaux reproducteurs, quelle que soit leur disposition, sont amenés pour examen uniquement sur un licol et ils utilisent toujours un bâton de support (mousqueton) d'environ 2 m de long, qui est attaché à l'anneau nasal, ce qui empêche l'animal d'attaquer soudainement une personne.

Les mollets sont tenus par les mains par le cou, les oreilles ou à l'aide d'une boucle aveugle au cou avec un nœud spécial et attachés avec une corde au support.

Les cochons

Les animaux sont fixés en position debout en capturant la mâchoire supérieure avec un câble métallique et un support de poignée ou dans une machine de conception simple.

Il est commode de tenir les jeunes animaux d'engraissement et les cochettes avec des pinces proposées par K.P. Soloviev. Des précautions sont nécessaires lors de la manipulation des verrats, des vieux porcs et des truies allaitantes, en particulier ceux fixés dans des enclos.

Chèvres et moutons

Les animaux sont tenus par les cornes ou le cou. Si nécessaire, fixez-le en décubitus dorsal sur la table.

Les chevaux

Les chevaux sont fixés de manière à ne pas pouvoir frapper avec leurs membres antérieurs et postérieurs ni mordre. Les chevaux doivent être approchés légèrement de côté, dans le sens de l'épaule et de l'omoplate, de préférence du côté gauche, car le cheval s'y habitue pendant l'opération. Ils s'approchent de la tête, prennent le licol, la bride ou la crinière avec la main gauche, et caressent et tapotent le cou, le garrot, puis l'omoplate et l'épaule avec la main droite. Si l'animal est gardé sans laisse dans une stalle, il doit être appelé pour attirer l'attention sur lui-même, l'appeler en prononçant des mots affectueux. Il faut que le cheval se tienne la tête vers la personne.

Un animal situé dans la machine ou sur un piquet d'attelage ne doit pas être approché par derrière, mais un peu de côté par rapport au côté où il regarde.

Lors de la thermométrie, du toucher rectal et de diverses manipulations médicales, afin d'assurer la sécurité du travail d'un vétérinaire spécialiste, il est nécessaire de soulever le membre thoracique du côté à partir duquel le spécialiste manipule, ou met en place un ou les deux postérieurs. membres.

Le membre thoracique est fixé en le soulevant par la brosse ou la partie putative et en se pliant au niveau de l'articulation carpienne. En même temps, ils se tiennent sur le côté de l'animal, dos à sa tête. Le membre surélevé est tenu à deux mains et lors de manipulations prolongées - à l'aide d'un mastic ou d'une corde jetée sur le dos. Vous ne pouvez pas mettre le membre surélevé de l'animal sur votre genou, car l'animal a un quatrième point d'appui, ce qui n'est pas sans danger pour les humains. La corde ne doit être attachée à aucun objet ni enroulée autour du corps de l'animal, car en cas de chute inattendue, le cheval ne pourra pas libérer rapidement le membre. Lors de l'examen des parties postérieures du corps, le membre pelvien est fixe. Debout à la croupe du cheval face à la queue, d'une main ils se penchent dans le maklok, et de l'autre ils tapotent légèrement la jambe de haut en bas, la soulèvent, attachent la ceinture de mastic ou mettent une boucle de corde, qui est puis passé entre les membres antérieurs, encerclé autour du cou et attaché avec une boucle non extensible. Dans l'étude des chevaux obstinés et pour apprivoiser les chevaux agités, on utilise des torsions et des pinces à lèvres. Pour appliquer une torsion, vous devez insérer votre main dans la boucle de la torsion. Saisissez la lèvre supérieure, tirez-la vers l'avant, déplacez la boucle de torsion sur la lèvre avec votre main gauche et tournez-la fermement. Les animaux peuvent être fixés en toute sécurité dans des machines spéciales. Dans la machine, il est recommandé d'attacher le cheval à l'étirement et à l'animal obstiné, afin qu'il ne s'effondre pas, de mettre des ceintures sous le ventre.

chameaux

Les chameaux sont amenés pour la recherche sur un licol. Il est nécessaire d'approcher les chameaux avec précaution, de préférence par le côté (du côté des membres de la poitrine). Les méthodes d'apprivoisement de ces animaux sont les mêmes que celles des bovins et des chevaux. Les spécificités du comportement de ces animaux doivent être prises en compte. Il est souhaitable que le personnel qui s'occupe constamment d'eux participe à la réparation des chameaux.

Oiseau

L'oiseau est fixé, maintenu dans une position naturelle par les membres et les ailes, sans serrer la poitrine pour éviter la suffocation. Lorsque vous travaillez avec des oiseaux aquatiques (oies, canards), vous devez vous tenir la tête pour éviter un coup à l'œil et effectuer des manipulations à bout de bras.

animaux à fourrure

Les animaux sont tenus avec des pinces spéciales ou des mains dans des mitaines en toile (avec doublure en coton). Ils le posent sur la table et le tiennent d'une main par le cou, de l'autre par le torse. La cavité buccale peut être ouverte à l'aide de bâillements conçus par V.L. Berestov, il est recommandé d'utiliser des muselières spéciales. Vous pouvez fixer les animaux dans des pièges à mailles, utiliser des analgésiques ou des tranquillisants avec des anesthésiques locaux, ainsi qu'un anesthésique.

Chiens

Avec l'aide du propriétaire, une muselière est mise sur les animaux ou leur bouche est attachée avec une forte tresse. A cet effet, une tresse est appliquée sur les mâchoires par le haut, nouée avec un nœud simple sous la mâchoire inférieure, puis enfin fixée sur l'arrière de la tête avec un nœud marin. Si la rage est suspectée, ainsi que les chiens en colère et agités, il est préférable de les placer dans une cage métallique spéciale, dont un côté bouge et la pince. Pour fixer les chiens en décubitus dorsal, une table d'opération pour petits animaux est utilisée, ce qui permet de leur donner n'importe quelle position pratique pour le travail.

chats

Lors de manipulations douloureuses, les animaux sont fixés dans une manche en tissu spéciale ou enveloppés dans une serviette, laissant une partie libre du corps à examiner. Le museau peut être attaché comme un chien et les pattes peuvent être fixées avec les mains, en portant des gants en cuir ou en caoutchouc.

SNiP 11.01-2003. Instructions sur la procédure d'élaboration, d'approbation, d'approbation et de composition de la documentation de projet pour la construction d'entreprises, de bâtiments et de structures.

. SanPiN 2.2.1/2.1.1.1200-03. Zones de protection sanitaire et classification sanitaire des entreprises, structures et autres objets (Nouvelle édition. Approuvé par le décret du médecin sanitaire en chef de la Fédération de Russie n° 74 du 25 septembre 2007, enregistré par le ministère de la Justice de la Fédération de Russie n° 10995 du 25 janvier 2008).

Boire de l'eau. Exigences d'hygiène pour la qualité de l'eau des systèmes centralisés d'approvisionnement en eau potable. Contrôle de qualité.

UTILISATION D'ANIMAUX DE LABORATOIRE

DANS UNE EXPÉRIENCE TOXICOLOGIQUE

Les lignes directrices analysent les possibilités d'utilisation de divers types d'animaux de laboratoire dans des expériences toxicologiques, présentent les principaux types d'études toxicologiques et les méthodes d'introduction de produits chimiques dans leur mise en œuvre ; des options pour modéliser l'intoxication alcoolique sont données ; les principes de modélisation des effets combinés de l'intoxication alcoolique chronique et de l'insuffisance alimentaire sont étayés.

Le guide méthodologique a été rédigé,

KV Shelygin, d.b.s.

I.A. Brique, Assoc.

V. Ya. Léontiev, prof.

A. G. Soloviev.

sous la direction du professeur, académicien de l'Académie russe des sciences médicales P.I. Sidorov.

Évaluateur : chef. Département de biologie et d'écologistes des humains et des animaux, Université d'État de Pomor. Lomonosov, dbs, prof. VIRGINIE. Barachkov

1. La modélisation des effets toxiques aigus et chroniques est un domaine important de la toxicologie clinique

2. Principaux animaux de laboratoire utilisés dans les études toxicologiques

2.1 Rongeurs

2.3. grands mammifères

3. Expériences aiguës, subaiguës et chroniques en toxicologie

4. Modes d'administration des substances toxiques

5. Modélisation de l'intoxication aiguë et chronique à l'alcool

6. Modélisation des effets combinés de l'intoxication alcoolique chronique et de l'insuffisance alimentaire

Littérature

1. MODÉLISATION DES TOXIQUES AIGUËS ET CHRONIQUES

LES EFFETS SONT UNE DIRECTION IMPORTANTE DE LA TOXICOLOGIE CLINIQUE

L'une des principales directions de la toxicologie moderne est directement liée à l'étude des modifications pathologiques de l'organisme sous des effets toxiques aigus et chroniques.

Les expériences sur des animaux de laboratoire peuvent être d'une grande aide pour étudier les mécanismes de développement des complications morphofonctionnelles de l'intoxication aiguë et chronique, car les études directes ne sont pas toujours possibles, et parfois éthiquement inacceptables. Bien entendu, l'extrapolation des données expérimentales à la pathologie humaine dans le cadre de l'élaboration des dispositions de toxicologie clinique nécessite une certaine prudence en raison des caractéristiques connues des processus métaboliques chez l'animal, des caractéristiques fonctionnelles de leurs organes internes, et des différences parfois importantes dans la structure du corps. Néanmoins, les expérimentations animales nous permettent de retracer la dynamique des changements pathologiques dans les organes et d'avoir une idée du développement des processus pathologiques aux niveaux systémique, organique, cellulaire et subcellulaire, ce qui est une condition nécessaire au développement de méthodes efficaces pour la prévention et le traitement des intoxications d'étiologies diverses.

Lors de la réalisation d'une expérience, il est nécessaire d'être guidé par les principes de traitement sans cruauté des animaux conformément aux recommandations internationales (1993), ainsi que conformément aux normes et exigences bioéthiques du Comité international pour la science (1978).

Conformément aux tâches différenciées de modélisation des effets des effets toxiques des composés chimiques, des expériences peuvent être menées sur divers animaux de laboratoire, les espèces les plus courantes parmi lesquelles dans les études toxicologiques sont les rongeurs, les oiseaux et les grands mammifères.

2. ANIMAUX DE LABORATOIRE DE BASE,

UTILISÉ DANS LES ÉTUDES TOXICOLOGIQUES

2.1. Rongeurs.

Lors de la modélisation des effets toxiques des produits chimiques, les rongeurs (souris, rats, cobayes, lapins) sont le plus souvent utilisés.

Les souris blanches de laboratoire, qui sont des souris grises domestiques albinos, sont utilisées pour déterminer la toxicité des produits chimiques, la standardisation des préparations pharmacologiques.

Les cobayes sont un objet classique pour étudier l'allergénicité des produits chimiques, ainsi que les manifestations du béribéri. Les organes isolés de ces animaux sont utilisés dans la recherche pharmacologique.

Les lapins, en raison des particularités de leur cycle ovulatoire et de leur taux de reproduction élevé, sont pratiques pour détecter les effets des substances toxiques sur les fonctions de reproduction.

Les rats de laboratoire (rats noirs et gris albinos) sont le type d'animaux de laboratoire le plus courant pour développer des modèles des effets de l'intoxication aiguë et chronique. Actuellement, plus de 100 souches autosangues et lignées consanguines distinctes de rats de laboratoire ont été élevées. Les rats les plus couramment utilisés pour les études toxicologiques sont Wistar, Bio Breeding Sprague-Dawley, C57BL, CFI, C3H, etc.. Les animaux conventionnels (consanguins) sont isolés séparément, dont la microflore est totalement ou partiellement inconnue.

La commodité d'utiliser des rats pour étudier les effets toxiques des préparations chimiques et biologiques s'explique par la simplicité de leur entretien, la possibilité de placer un nombre suffisant d'animaux dans une zone relativement petite, un faible poids, une résistance aux maladies infectieuses et un grand descendance qu'ils donnent. Les rats sont faciles à réparer à la main ; le remplissage constant de l'estomac avec de la nourriture pendant le régime normal leur permet d'administrer par voie intragastrique des doses suffisantes d'agents toxiques sans provoquer de modifications catarrhales de la muqueuse. La préférence dans les études toxicologiques est donnée aux hommes, car ils ne présentent pas de fluctuations hormonales pouvant affecter l'effet membranotrope des poisons; il est plus opportun d'utiliser de jeunes animaux, car ils ont moins de tolérance à diverses substances toxiques.

Le plus souvent, lors de la réalisation d'expériences toxicologiques, des poulets, des canards, des oies et des dindes sont utilisés. Attribuez séparément les oiseaux - exempts de micro-organismes pathogènes spécifiques (exempts d'agents pathogènes spécifiques - SPF).

Les oiseaux sont un modèle utile pour la recherche sur les effets des produits chimiques sur les processus métaboliques, car ils sont plus intenses et plus rapides que les autres animaux. Cependant, lors de la recherche, il est nécessaire de prendre en compte certaines caractéristiques anatomiques et physiologiques de la structure du corps des oiseaux. Ainsi, par exemple, ces derniers n'ont pas de glandes sudoripares et sébacées, ainsi que la vessie, qui est essentielle pour déterminer la clairance de l'excrétion des agents toxiques et de leurs métabolites. La composition du sang et de l'urine des oiseaux diffère considérablement des paramètres physiologiques correspondants des autres animaux. Contrairement aux mammifères, les oiseaux ont des particularités dans la structure du tractus gastro-intestinal, ils ont un processus différent de digestion des aliments. Dans les études aviaires, le changement de poids corporel est un critère satisfaisant.

Lors de l'étude de l'effet des substances toxiques sur l'activité comportementale, il convient de tenir compte du fait que la réactivité des oiseaux dépend de leur appartenance à l'orientation des œufs ou de la viande, ainsi que du degré de leur productivité.

En cas d'éclairage insuffisant, les oiseaux ne s'approchent pas des mangeoires et des abreuvoirs. Par conséquent, si, selon les conditions de l'expérience, il est nécessaire d'augmenter la consommation d'aliments ou de liquides contenant une substance toxique, un éclairage artificiel est utilisé. Il est recommandé de garder les oiseaux pendant l'expérience en groupes, car dans ce cas, ils atteignent une masse plus importante et sont plus résistants aux infections.

2.3. grands mammifères.

La conduite d'études toxicologiques sur les grands mammifères (chiens, chats, singes) est due à la plus grande similitude de la structure et du fonctionnement de leurs organes et systèmes internes, ainsi que des processus métaboliques avec ceux de l'homme.

Les singes, malgré la complexité de leur entretien, sont utilisés en pratique toxicologique pour étudier l'effet des produits chimiques sur les fonctions du système nerveux central.

Les chats en tant qu'objet d'étude sont le plus souvent utilisés dans les expériences de toxicologie aiguë. De plus, leurs organes isolés sont utilisés pour détecter les changements physiologiques lorsqu'ils sont exposés à des produits chimiques.

L'un des grands mammifères fréquemment utilisé en toxicologie clinique est le chien. Pour mener des expériences toxicologiques, les chiens à poils courts consanguins d'un poids corporel moyen de 10 à 15 kg sont considérés comme les plus appropriés, car les animaux de race pure et linéaires sont plus fantaisistes à garder et beaucoup plus instables dans les expériences chroniques. L'âge optimal des animaux est de 1,5 à 5 ans. On sait que les principaux changements morphofonctionnels chez le chien lors des études toxicologiques correspondent largement à ceux chez l'homme.

Dans les conditions de l'expérience, il faut tenir compte du fait que les chiens sont des animaux de meute avec un système hiérarchique développé, des différences sexuelles et individuelles de tempérament, il est donc recommandé de placer les chiens seuls dans des boxes séparés. Les chiens sont assez faciles à apprendre, ce qui peut être utilisé dans certaines procédures, limitant l'utilisation de moyens de contention.

Les animaux sont nourris selon les régimes élaborés et en tenant compte des objectifs de l'expérience. Cependant, il faut se rappeler que le tractus gastro-intestinal des chiens n'est pas adapté à la digestion de grandes quantités d'aliments végétaux.

3. EXPÉRIENCES AIGUËS, SUB-AIGUËS ET CHRONIQUES EN TOXICOLOGIE

Le choix de la durée de l'expérience dans l'étude des propriétés toxiques des substances à l'étude est déterminé par les objectifs de l'étude (tableau 1).

Une expérience de toxicologie aiguë est utilisée pour simuler la toxicité aiguë d'une substance qui se manifeste après son administration unique ou répétée à de courts intervalles (pas plus de 6 heures) au cours de la journée. Les objectifs de l'étude de la toxicité aiguë sont de déterminer les doses inoffensives, toxiques et létales de la substance, sa capacité à s'accumuler, ainsi que les causes de la mort des animaux.

Une expérience subaiguë est réalisée pour déterminer les conditions d'exposition admissibles, les doses quotidiennes optimales, pour sélectionner les doses dans une expérience chronique.

L'étude des propriétés toxiques des substances dans des expériences subchroniques et chroniques est réalisée afin d'établir le degré de leur effet nocif lors d'une administration à long terme, de déterminer le niveau de réversibilité des dommages qu'elles causent, ainsi que d'identifier les organes et les systèmes du corps qui sont les plus sensibles aux effets toxiques.

Tableau 1 Durée et objectifs de l'expérimentation toxicologique
La nature de l'expérience	Durée	Objectifs de l'expérience
	Injection unique ;	Détermination des doses létales, temps moyen de décès, seuil d'action aiguë substances chimiques
subaiguë	2-8 semaines	Détermination du cumul, action allergique, influence sur la fonction reproductrice des produits chimiques
Subchronique	13-18 semaines	Détermination de la dose seuil d'action toxique générale lors de l'établissement du MPC des substances dans l'air
Chronique	6-12 mois	Détermination de la dose seuil d'action toxique générale lors de l'établissement du MPC des substances dans l'eau et les aliments
La vie	1 an ou plus	Détermination de la dose seuil de l'effet toxique général des produits chimiques

4. MÉTHODES D'INTRODUCTION DE SUBSTANCES TOXIQUES

Des méthodes volontaires, semi-volontaires et forcées d'introduction de substances toxiques sont utilisées pour former des changements pathologiques caractéristiques conditionnés par la toxicité chez les animaux.

Le choix volontaire de liquides ou d'aliments secs consommés par les animaux est influencé par la sensibilité individuelle, le taux métabolique de la substance, la race, l'âge, les conditions d'hébergement, la présence de facteurs de stress supplémentaires, la concentration de la solution, la présence d'additifs alimentaires, etc. . Cette méthode ne peut pas fournir à l'organisme des doses suffisamment élevées et stables de substances toxiques. Par conséquent, les modèles d'administration semi-volontaire et forcée sont plus efficaces.

Avec une méthode semi-volontaire, les animaux ont la possibilité de réguler indépendamment la quantité de substance consommée. Celles-ci incluent, en particulier, la technique consistant à fournir une solution de la substance d'essai comme unique source de liquide.

Les méthodes d'administration forcée fournissent une charge toxique massive, ce qui conduit à une concentration élevée de l'agent dans le sang et conduit au développement rapide de changements pathologiques.

Dans l'étude de la pathologie liée aux toxiques, une importance particulière est accordée aux méthodes caractérisées par la modélisation des concentrations de substances toxiques qui se produisent dans des conditions réelles. Ces paramètres correspondent par exemple au mode d'administration intragastrique d'éthanol, dans lequel les doses moyennes d'alcool reçues par les animaux au cours de l'expérience sont habituellement de 4 à 10 g/kg par jour.

La méthode d'inhalation d'introduction de substances vous permet de créer presque n'importe quelle charge toxique. Dans le même temps, le soufflage forcé de substances toxiques à travers la chambre à graines nécessite une consommation importante d'ingrédients chimiques et il est pratiquement impossible de créer leur concentration constante. La méthode existante de déversement d'une substance chimique dans la chambre où se trouvent les animaux est plus adaptée à la modélisation d'une intoxication aiguë, cependant, avec cette méthode, le contrôle toxicologique quantitatif n'est pas possible lorsque l'on travaille avec plusieurs substances en même temps.

La plus rationnelle lors de l'utilisation de la méthode d'administration par inhalation est celle dans laquelle seul de l'air propre est utilisé pour la purge forcée à travers la chambre à graines. Dans ce cas, les substances étudiées sont situées à l'intérieur de la chambre dans de petits récipients, dont la surface de la zone ouverte est sélectionnée par calcul. En remplaçant les récipients par des récipients plus étroits ou plus larges, il est possible de faire varier la vitesse d'évaporation des composés chimiques, dont la quantité est prélevée de telle sorte qu'à la fin de l'ensemencement, une partie de leur contenu reste dans les récipients . Cette méthode est facile à utiliser, a une sensibilité élevée, vous permet de créer avec précision une concentration constante, économise considérablement les produits chimiques utilisés.

Le choix des concentrations et des doses d'un composé chimique est décidé en tenant compte des objectifs de l'expérience et des caractéristiques physiologiques des animaux de laboratoire. Il faut rappeler que la quantité de solutions injectées est limitée par les capacités physiologiques, le poids et l'âge des animaux. Ainsi, les volumes maximaux d'administration chez le rat sont par voie intranasale jusqu'à 0,4 ml, par voie rectale - 1 ml, par voie intradermique - 0,04 ml, par voie sous-cutanée - 10 ml, par voie intramusculaire et intrapéritonéale - jusqu'à 5 ml, par voie intraveineuse - 6 ml, par voie intracardiaque - 1 ml, sous-occipital - 0,15 ml, par voie intragastrique avec un poids corporel de 100-190 g - 3 ml, 200-290 g - 4-5 ml, 250-300 g - 6 ml, 300 g ou plus - 8 ml. Les volumes maximaux de substances chez le chien sont intranasaux - 4 ml, sous-cutané - 20 ml, intramusculaire - 12 ml, intrapéritonéal - 20 ml.

Dans le même temps, l'administration de substances aux animaux est effectuée en tenant compte des particularités de leur anatomie, ainsi que de la forme de la substance à l'étude. Par exemple, en poudre - sont administrés aux rats par voie orale, en préparant des pilules à partir de cette substance et de la farine, du pain ou en les ajoutant à de l'eau ou à des aliments.

L'introduction de solutions de substances est réalisée par voie orale à l'aide d'une sonde en caoutchouc ou en métal, par voie intranasale à l'aide d'un cathéter urinaire, par voie rectale. L'administration cutanée implique l'épilation préliminaire, la réalisation d'entailles, après quoi la substance d'essai est appliquée. Les injections intradermiques sont réalisées dans la partie postérieure du dos ou sur le ventre, après avoir épilé de la même manière. Les injections sous-cutanées sont administrées dans le cou, le dos ou l'abdomen. Par voie intramusculaire, des substances sont injectées dans les muscles fémoraux postérieurs. Les injections intrapéritonéales sont réalisées dans le quadrant inférieur gauche de la cavité abdominale. Des substances intraveineuses sont injectées dans la veine caudale ou dans la veine dorsale du pénis. L'introduction de substances est également possible directement dans le cœur, ou sous-occipital de rats pré-anesthésiés.

L'introduction de substances toxiques chez les oiseaux s'effectue par voie intragastrique à l'aide d'une sonde, par voie intraveineuse dans la veine cubitale ou brachiale de l'aile, par voie intrapéritonéale dans le quadrant inférieur droit de la cavité abdominale, par voie sous-cutanée à travers la peau de l'abdomen ou par voie intramusculaire à travers le quadriceps femoris le muscle.

L'introduction des substances d'essai chez les chiens s'effectue en les mélangeant avec de la nourriture, de l'eau potable ou de force, lorsque la substance sous forme de comprimé est placée sur le dos de la langue de l'animal. Les substances liquides, ainsi que les solutions, sont administrées avec une cuillère ou une seringue, mais il est plus pratique d'utiliser une sonde gastrique. De plus, l'introduction de substances liquides est possible par voie intranasale à l'aide d'un cathéter, par voie rectale, sous-cutanée dans le dos, la cuisse ou l'occiput, par voie intradermique, cutanée, intramusculaire - dans les muscles de la cuisse, par voie intraveineuse - dans les veines de la jambe, du pied, avant-bras, par voie intrapéritonéale. Il existe des méthodes d'administration sous-occipitale, intracérébrale et intracardiaque de substances, cependant, leur mise en œuvre est associée à des difficultés techniques et expose la vie de l'animal à une menace accrue.

Pour réduire les difficultés qui se posent dans l'étude expérimentale des propriétés toxiques des substances, se manifestant par le biais dans le choix des doses, leur variabilité, la méthode d'étude expérimentale de la toxicité des composés peu toxiques est utilisée, en introduisant des doses correspondant à la dilution maximale possible de composés chimiques dans des volumes maximaux injectés connus Permet de sélectionner rapidement la dose maximale administrée par kg (g) de poids d'animal, de confirmer ou d'infirmer la faible toxicité des substances étudiées, de comparer les résultats de différents chercheurs entre eux.

5. MODÉLISATION DE L'INTOXICATION AIGUË ET CHRONIQUE À L'ALCOOL

Des études sociologiques menées au cours des dernières décennies montrent une prévalence constamment élevée à la fois de l'abus d'alcool et de l'alcoolisme et de ses complications parmi divers groupes de population. Dans le même temps, lors de la réalisation d'études épidémiologiques, l'influence de nombreux facteurs sociaux ne nous permet pas d'identifier pleinement les dépendances souhaitées de l'évolution des diverses manifestations de l'alcoolisme. Par conséquent, l'une des façons d'étudier la pathologie liée à l'alcool en narcologie clinique consiste à modéliser les manifestations de l'intoxication alcoolique aiguë et chronique chez les animaux de laboratoire.

Lors de la modélisation de l'intoxication alcoolique aiguë, les doses maximales tolérées d'éthanol sont utilisées. Dans ce cas, les modifications pathologiques accompagnant le développement d'une intoxication aiguë jusqu'au coma sont étudiées.

La modélisation de l'intoxication chronique à l'alcool permet d'obtenir des modifications pathologiques caractéristiques comparables à celles de l'homme ayant un abus prolongé d'alcool. Lors de l'application de méthodes avec administration à long terme d'alcool, il est nécessaire de prendre en compte le facteur âge, car le taux d'élimination de l'éthanol du corps ralentit avec le vieillissement des animaux.

Les doses moyennes d'alcool éthylique reçues par les animaux au cours d'une expérience chronique dépendent de leurs tâches et varient, par exemple, pour les rats - de 4 à 10 g par kg de poids corporel par jour, mais parfois les doses maximales tolérées sont utilisées - jusqu'à 15-20g/kg. Les plus adéquates pour modéliser les manifestations caractéristiques de la viscéropathologie alcoolique chez le rat sont des doses inférieures à 7 g/kg/jour. 40 % d'éthanol, correspondant notamment à ? DL50, qui provoque un développement assez rapide de lésions alcooliques typiques des organes internes en cours d'intoxication chronique, mais ne s'accompagne pas d'une mort massive d'animaux. La durée de l'expérience chronique varie de 5 jours à 4 ans, également en fonction des objectifs de l'étude.

6. MODÉLISATION DES EFFETS COMBINÉS DE L'INTOXICATION CHRONIQUE À L'ALCOOL ET DE L'INSUFFISANCE NUTRITIONNELLE

Un certain nombre de syndromes cliniques d'alcoolisme sont associés à la malnutrition (en particulier au métabolisme des vitamines et des protéines) et à des modifications de l'état nutritionnel de l'organisme. Cela est dû au fait qu'une intoxication alcoolique prolongée s'accompagne dans certains cas de malnutrition, d'une absorption et d'un métabolisme altérés des facteurs nutritionnels essentiels.

Du fait que l'éthanol, en plus de sa teneur élevée en calories, n'a aucune valeur nutritionnelle, avec l'utilisation systématique de boissons alcoolisées, la structure de l'alimentation subit un fort déséquilibre et une carence alimentaire est souvent observée, semblable à une carence de famine. La violation du métabolisme protéique et la carence protéique générale dans l'intoxication chronique à l'alcool sont assez raisonnablement considérées comme l'une des manifestations typiques de la pathologie considérée. Le manque de facteurs individuels de nutrition protéique peut provoquer des perturbations importantes du métabolisme des vitamines, ce qui, à son tour, entraîne une détérioration de l'activité fonctionnelle des organes internes. Étant donné que certaines des vitamines ont un effet sélectif sur leurs fonctions individuelles, l'alcoolisation chronique aggrave encore ces troubles. De plus, avec une carence simultanée en vitamines et en protéines, les paramètres morphofonctionnels peuvent différer des caractéristiques correspondantes des formes isolées d'insuffisance alimentaire.

Sur la base des données ci-dessus, nous avons proposé un modèle des effets complexes de l'intoxication chronique à l'alcool et des carences alimentaires - les vitamines B, qui jouent un rôle important dans la pathologie liée à l'alcool, et les protéines.

Algorithme de création d'un modèle.

L'algorithme de création d'un modèle expérimental d'intoxication chronique à l'alcool dans le contexte d'un déséquilibre alimentaire comprend les éléments suivants :

1. Choix des animaux de laboratoire et conditions de leur entretien

2. Le choix des régimes expérimentaux, les doses d'éthanol requises, le mode d'administration et la durée de l'expérience

3. Évaluation de la gravité des effets toxiques.

Sélection des animaux de laboratoire et conditions de leur entretien

Il est préférable d'utiliser des rats comme animaux d'expérimentation pour modéliser l'alcoolisation au long cours sur fond de déséquilibre alimentaire, toutes choses égales par ailleurs. Le choix de ce type d'animaux de laboratoire est dû à la comparabilité des modifications induites par l'alcool chez le rat avec celles de l'homme, aux caractéristiques morphologiques et physiologiques de ces animaux (absence d'aversion à l'éthanol et de réflexe de vomissement à son action, remplissage de l'estomac avec de la nourriture), la simplicité d'entretien et la facilité d'effectuer diverses procédures avec eux (fixation, introduction de solutions de substances à l'aide d'une sonde, etc.).

Les animaux doivent être gardés dans des conditions de vivarium standard et avoir libre accès à la nourriture et à l'eau. Compte tenu de la possibilité d'un apport vitaminique au cours de la coprophagie, les rats sont gardés dans des cages à fond à grosses mailles.

Le choix des régimes expérimentaux, les doses d'éthanol requises, le mode d'administration et la durée de l'expérience

Pour l'étude la plus complète de l'impact complexe de la carence en vitamines B et en protéines, il est recommandé de diviser les animaux en quatre groupes de travail recevant :

I - teneur réduite en vitamines B

II - teneur réduite en protéines

III - teneur réduite en protéines et vitamines B

IV - contrôle - contenu dans le régime alimentaire habituel du vivarium.

Par exemple, un régime qui exclut pratiquement la vitamine B6 contient 18 à 20 % de caséine, purifiée à partir de vitamines, 73 à 71 % de saccharose, 4 % de mélange de sel, 3 % d'huile de tournesol avec 0,2 % d'huile de poisson.

Lors de la réalisation d'une expérience dont le but est de modéliser la carence de certaines vitamines, il est nécessaire de s'assurer que les besoins des animaux en autres vitamines sont satisfaits le plus précisément possible (tableau 2).

Tableau 2 Doses quotidiennes de vitamines couvrant les besoins de base des rats (selon Yu.M. Ostrovsky, 1979).
	Dose quotidienne, mcg
Pantothénate
Pyridoxine


Vitamine C
Tocophérol

En relation avec le changement de poids corporel des animaux, les régimes doivent être ajustés conformément à l'arrêté du ministère de la Santé de la RSFSR n ° 1179 du 10. 10. 1983 "Sur l'approbation des normes pour le coût des aliments pour animaux de laboratoire animaux dans les établissements de santé.

La modélisation de la carence protéique dans l'alimentation est réalisée en maintenant des animaux de laboratoire sur des régimes spécialisés, compilés selon la méthode de A.A. Pokrovsky et al. (1974).

Le plus acceptable dans les conditions d'une expérience chronique sur des rats est le régime expérimental dont la teneur en protéines est 4,6 fois inférieure à celle du régime standard (tableau 3).

Tableau 3 Alimentation quotidienne des rats à faible teneur en protéines (selon AA Pokrovsky, 1974)
Ingrédients		% en calories
Caséine alimentaire
Un mélange de saindoux et d'huile de tournesol 1:1
amidon de maïs

Pour obtenir une teneur calorique égale entre les régimes standard et expérimental, la quantité calculée d'amidon est ajoutée à ce dernier.

Dans chaque groupe, les animaux sont divisés en au moins deux sous-groupes :

Recevoir une solution quotidienne d'éthanol à 40% à travers une sonde gastrique métallique (à raison de 7,0 g / kg de poids).

Recevoir un équivolume d'eau distillée.

L'introduction d'une solution d'éthanol et d'eau distillée est effectuée quotidiennement le matin avant la tétée.

Pour étudier la pathologie liée à l'alcool chez le rat, la durée de l'expérience est de 4 à 6 semaines.

Évaluation de la gravité des effets toxiques

Pour une évaluation adéquate des effets toxiques des produits chimiques, une surveillance régulière des animaux est nécessaire, au cours de laquelle la consommation de nourriture et d'eau, les modifications des signes extérieurs (ligne des cheveux, muqueuses visibles) et les caractéristiques comportementales sont notés. Au moins une fois par semaine, pour étudier la dynamique des changements, une pesée est effectuée, l'état fonctionnel des organes et systèmes internes, les changements biochimiques et morphologiques dans le sang sont examinés. Les méthodes d'évaluation de l'état des organes et des systèmes sont sélectionnées en tenant compte des objectifs de l'expérience, mais elles doivent être modernes et suffisamment sensibles. Lors de la réalisation d'une étude, il est nécessaire de s'efforcer d'utiliser l'ensemble le plus complet de tests physiologiques, pathomorphologiques, hématologiques et biochimiques, à la fois pour une évaluation intégrale de l'état et pour déterminer le degré d'altération des organes et systèmes individuels.

Le degré de gravité des changements pathologiques enregistrés chez les animaux subissant une intoxication alcoolique prolongée dans le contexte d'un déséquilibre alimentaire est déterminé en analysant l'image intégrale, biochimique, hématologique et pathomorphologique. Pour effectuer un diagnostic fonctionnel de l'état des organes internes, des méthodes instrumentales sont utilisées - EEG, ECG.

Indicateurs intégraux :

* changement des signes extérieurs - est effectué 1 fois en 3 jours, avant la prochaine injection d'éthanol ou d'eau distillée, en notant les changements de couleur de pelage et de racine des cheveux selon le schéma suivant (tableau 4):

Tableau 4 Échelle des changements dans les signes extérieurs des rats
	Points ou symboles	Description du changement


		Chute de cheveux
		Contaminé
		Non pollué

* changement du degré d'activité - est estimé en points 1 fois en 3 jours avant la charge d'ensemencement d'éthanol ou d'eau selon le schéma suivant (tableau 5)

* changement de poids corporel des animaux - est enregistré en pesant tous les 7 jours de l'expérience avant d'ajouter de la nourriture et des graines d'éthanol

* consommation quotidienne de nourriture et d'eau; excrétion de substances.

Échelle des changements dans l'activité des rats dans une expérience toxicologique

Points, symboles /+/	Degré d'activité	Description de l'activité
		animal mort
	Coma (manque d'activité)	Position latérale ; immobilité; manque de mouvements actifs; les muscles sont détendus; la respiration est interrompue; les réactions à la douleur et aux stimuli tactiles, y compris vocaux, sont pratiquement absentes.
	Faible (minimum)	Fondamentalement - position latérale ; mouvements actifs faibles involontaires; les muscles sont détendus; réaction lente à la douleur et aux stimuli tactiles, vocal - faible.
	Passif	L'animal est inhibé, ne se déplace pas activement dans la cage, mais lorsqu'il est poussé, il se déplace de plusieurs pas. La position est naturelle - à quatre pattes; sentir le tonus musculaire. Réaction défensive "évitante" aux stimuli, la réaction vocale est faible.
	Lent (inférieur à la normale)	Position - à quatre pattes, mouvements actifs lents - tours du corps et petits mouvements autour de la cage, rares mouvements de déglutition. La réaction à la douleur et aux stimuli tactiles est vocale et "évitante-défensive" avec des tentatives de mordre. Lors de la fixation avec une main sur la peau dans la zone arrière, elle se tord avec un "départ" de l'expérimentateur.
	Normal	Rat intact. Mobile; mouvements actifs - bouger et "trouver la meilleure place dans le groupe"; posture "d'alerte-attente" avec douleur mineure et stimuli tactiles avec évitement, réactions vocales aiguës et actives-défensives, mouvements de grattage et de morsure. Un bon appétit; mouvements de "lavage" fréquents avec les pattes.

Paramètres biochimiques et hématologiques.

Les modifications des principaux paramètres biochimiques du sang et d'un ensemble de paramètres hématologiques les plus affectés par l'intoxication chronique à l'alcool sont à l'étude (tableau 6).

Tableau 6 Paramètres biochimiques et hématologiques de rats dans une expérience toxicologique
Objet d'étude	Indicateurs recherchés
Sérum	aspartate aminotransférase, alanine aminotransférase, créatinine phosphokinase, gamma-glutamyl transférase protéines totales, fractions protéiques créatinine urée
Éléments formés du sang	nombre de globules rouges hématocrite indicateur de couleur nombre de réticulocytes durée de vie moyenne des érythrocytes formule leucocytaire

Préparation du matériel histologique.

Les principaux "organes cibles" de l'intoxication chronique à l'alcool - le cœur, le foie, les reins, le cerveau - sont soumis à un examen histologique. Il faut rappeler que la qualité de l'analyse dépend en grande partie de la préparation du matériel, en particulier de la fixation des objets étudiés. Il est recommandé d'utiliser une solution de formol à 10 % ou une solution de Bouin pour la fixation. Dans ce cas, la préférence est donnée à la solution de Bouin, car dans ce cas, les modifications de la microstructure des organes caractéristiques d'une intoxication alcoolique prolongée sont bien mieux révélées, à savoir:

1) dans le foie - la structure du cytoplasme est plus clairement tracée (vacuolisation, "pavé" - hétérogénéité de la coloration du cytoplasme des cellules à l'intérieur des lobules), caractéristiques des modifications du remplissage sanguin des veines centrales des hémocapillaires;

2) dans les reins - dans la morphologie de la muqueuse épithéliale des tubules, les hétérogénéités des structures cytoplasmiques se reflètent plus clairement avec une lésion particulièrement fréquente des parties apicales;

3) dans les poumons - dans les septa interalvéolaires du tissu conjonctif, les cellules hypertrophiées avec un cytoplasme léger sont beaucoup plus clairement détectées, dont certaines deviennent polyploïdes. Le plus souvent, il y a des changements dans l'épithélium alvéolaire, dont les cellules sont exfoliées dans la lumière des alvéoles;

4) dans la rate - la structure des cellules réticulaires, les sinus de la pulpe rouge se manifestent mieux, où il y a une plus grande destruction des érythrocytes.

Ainsi, l'utilisation du modèle de pathologie liée à l'alcool dans le contexte d'un déséquilibre alimentaire implique l'étude dans des conditions expérimentales de la plus large gamme de modifications des organes et systèmes internes, comparables à celles de l'homme souffrant d'abus d'alcool. Le système d'évaluation des principaux paramètres intégraux, biochimiques, hématologiques et des caractéristiques du tableau pathomorphologique permet de contrôler la nature et le degré des changements pathologiques tout au long de la période d'étude.

LITTÉRATURE

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2. Réglementation des expérimentations animales - éthique, législation, alternatives. / Éd. N. A. Gorbunova. - M., 1998.

5. Myalenkova I.Yu. Chien de laboratoire // Animaux de laboratoire. - 1994. -IV. - Numéro 4. – P.234-246

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7. Ostrovsky Yu.M. Vitaminologie expérimentale. - Minsk, 1979. - 450s.

8. Pokrovsky A.A. et al., Sur la relation entre la teneur en acides aminés libres dans les tissus et le plasma sanguin en cas de carence en protéines dans l'expérience // Nutritional Issues - 1974. - No. 1. - P.8-15.

9. Exigences du Comité international pour la science sur l'utilisation des animaux de laboratoire dans la recherche expérimentale // ICLAS Bulletin. - 1978. - N° 24. - S. 4-5.

10. Shtefel V.O. Du moment de l'exposition lors de la modélisation des intoxications dans les études toxicologiques et hygiéniques // Hygiene and Sanitation. - 1996. - N° 8. - P.70-72.

11. Sos J et al., Régimes pour l'expérimentation animale. –Budapest, 1974.

courant

MUK 4.2.2939-11

INSTRUCTIONS MÉTHODOLOGIQUES

4.2. MÉTHODES DE CONTRÔLE. FACTEURS BIOLOGIQUES ET MICROBIOLOGIQUES

La procédure d'organisation et de réalisation des diagnostics de laboratoire de la tularémie pour les laboratoires des niveaux territorial, régional et fédéral

Date d'introduction : à partir du moment de l'approbation

1. Développé par l'Institut fédéral de santé de l'État "Institut russe de recherche anti-peste" Microbe "de Rospotrebnadzor (V.V. Kutyrev, I.N. Sharova, N.A. Osina, E.S. Kazakova, E.A. Plotnikova, S. A. Piontkovsky, T. Yu. Krasovskaya, D. V. Utkin, S. A. Shcherbakova ); M.V. Chesnokova, A.V. Mazepa, S.A. Tatarnikov ); Institut fédéral de santé publique "Institut de recherche anti-peste de Stavropol" de Rospotrebnadzor (A.N. Kulichenko, O.V. Maletskaya, T.V. Taran , A.P. Beyer, A.V. Taran); Santé publique fédérale Institution "Volgograd Research Anti-Plague Institute" de Rospotrebnadzor (V.V. Alekseev, A.V. Lipnitsky, V.A. Antonov, D.V. Viktorov) Institut fédéral de soins de santé "Rostov-on-Don Research Anti-Plague Institute" de Rospotrebnadzor (N.V. Pavlovich, N.L. Pichurina, N.V. Aronova, N.N. Onoprienko, M.V. Tsimbalistova, A.S. Vodopyanov); Établissement de santé de l'État fédéral "Centre anti-peste" de Rospotrebnadzor (V.E. Bezsmertny, S.M. Ivanova); Institution budgétaire fédérale de soins de santé "Centre fédéral d'hygiène et d'épidémiologie" de Rospotrebnadzor (V.G. Sennikova, M.V. Zarochentsev, V.V. Mordvinova); Institution fédérale des sciences "Centre scientifique d'État pour la microbiologie appliquée et la biotechnologie" de Rospotrebnadzor (I.A. Dyatlov, A.N. Mokrievich, S.F. Biketov, M.V. Khramov, N.I. Luneva); Institution budgétaire de l'État fédéral "GISK nommé d'après L.A. Tarasevich" du ministère de la Santé et du Développement social (I.V. Borisevich, L.V. Sayapina).

3. Approuvé par le chef du Service fédéral de surveillance de la protection des droits des consommateurs et du bien-être humain, médecin hygiéniste en chef de la Fédération de Russie G.G. Onishchenko le 14 juillet 2011

1 domaine d'utilisation

1.1. Ces lignes directrices définissent la procédure d'organisation et de réalisation des diagnostics de laboratoire de la tularémie pour les laboratoires des niveaux territorial, régional et fédéral, les formes et les méthodes de leur interaction, la nomenclature et la portée de l'étude, les exigences pour les laboratoires, les spécialistes et le personnel impliqués dans la réalisation des études, la logistique de la recherche, à la sécurité biologique du travail.

1.2. Ces lignes directrices sont destinées aux spécialistes des laboratoires bactériologiques des institutions exerçant une surveillance sanitaire et épidémiologique de l'État de la tularémie dans la Fédération de Russie, des institutions de traitement et de prophylaxie et de lutte contre la peste.

2. Références réglementaires

2.1. Loi fédérale du 03/3/1999 N 52-FZ "Sur le bien-être sanitaire et épidémiologique de la population" .
______________
Loi fédérale du 30 mars 1999 N 52-FZ "Sur le bien-être sanitaire et épidémiologique de la population" . - Note du fabricant de la base de données.

2.2. Décret du gouvernement de la Fédération de Russie du 29 octobre 2007 N 720 * "portant modification de l'article 5 du règlement sur les activités d'octroi de licences liées à l'utilisation d'agents de maladies infectieuses", approuvé par décret du gouvernement de la Fédération de Russie de janvier 22, 2007 N 31 *.
________________
* Le document est devenu invalide sur la base du décret du gouvernement de la Fédération de Russie du 16 avril 2012 N 317

2.3. Décret du médecin hygiéniste en chef de la Fédération de Russie du 24 février 2009 N 11 "sur la soumission de rapports extraordinaires sur des situations d'urgence dans le domaine de la santé publique de nature sanitaire et épidémiologique" (enregistré au ministère de la Justice de la Fédération de Russie le 10 avril 2009 N 13745).

2.4. Arrêté du ministère de la Santé et du Développement social de la Fédération de Russie du 7 juillet 2009 N 415n "portant approbation des exigences de qualification pour les spécialistes ayant une formation médicale et pharmaceutique supérieure et postuniversitaire dans le domaine des soins de santé" (enregistré au ministère de la Justice de la Fédération de Russie le 9 juillet 2009 N 14292).

2.6. SP 1.2.036-95 "Procédure de comptabilisation, de stockage, de transfert et de transport des micro-organismes des groupes de pathogénicité I-IV" (approuvée par la résolution du Comité d'État pour la surveillance sanitaire et épidémiologique de la Fédération de Russie du 28 août 1995 N 14 ).

2.7. SP 3.1.7.2642-10 "Prévention de la tularémie" (approuvé par le décret du médecin hygiéniste en chef de la Fédération de Russie du 31 mai 2010 N 61 "Sur l'approbation de SP 3.1.7.2642-10". Enregistré au ministère de Justice de la Fédération de Russie le 7 juillet 2010 N 7745).

2.8. SP 1.3.1285-03 "Sécurité du travail avec des micro-organismes des groupes I-II de pathogénicité (danger)" (approuvé par le décret du médecin hygiéniste en chef de la Fédération de Russie du 15 avril 2003 N 42 "sur la promulgation de Règles sanitaires et épidémiologiques SP 1.3.1285- 03" . Enregistré au Ministère de la justice de la Fédération de Russie le 10 mai 2003 N 4545).

2.9. SP 1.3.1318-03* "La procédure de délivrance d'une conclusion sanitaire et épidémiologique sur la possibilité de travailler avec des agents pathogènes de maladies infectieuses humaines des groupes de pathogénicité I-IV (danger), des micro-organismes génétiquement modifiés, des poisons d'origine biologique et des helminthes" ( approuvé par la décision du médecin hygiéniste en chef de la Fédération de Russie du 30 avril 2003 N 85 "Sur l'adoption des règles sanitaires et épidémiologiques SP 1.2.1318-03" . Enregistré au ministère de la Justice de la Fédération de Russie le mai 19, 2003 N 4558).
______________
* Probablement une erreur d'origine. Devrait lire : SP 1.2.1318-03. - Note du fabricant de la base de données.

2.12. SP 3.4.2318-08 "Protection sanitaire du territoire de la Fédération de Russie" (approuvé par le décret du médecin hygiéniste en chef de la Fédération de Russie du 22 janvier 2008 N 3 "Sur l'approbation des règles sanitaires et épidémiologiques SP 3.4 .2318-08" . Enregistré au Ministère de la Justice de la Fédération de Russie 3.04 .2008 N 11459).

2.13. SanPiN 2.1.7.2790-10 "Exigences sanitaires et épidémiologiques pour le traitement des déchets médicaux" (approuvé par le décret du médecin hygiéniste en chef de la Fédération de Russie du 9 décembre 2010 N 163. Enregistré au ministère de la Justice de la Russie Fédération le 17 février 2011 N 19871).

2.14. SanPiN 2.1.3.2630-10 "Exigences sanitaires et épidémiologiques pour les organisations engagées dans des activités médicales" (approuvé par le décret du médecin hygiéniste en chef de la Fédération de Russie du 18 mai 2010 N 58. Enregistré au ministère de la Justice de la Russie Fédération le 9 août 2010 N 18094).

2.15. Règles sanitaires pour l'aménagement, l'équipement et l'entretien des cliniques biologiques expérimentales (vivariums) (approuvées par le médecin hygiéniste en chef de l'URSS en date du 6 avril 1973 N 1045-73).

2.16. MU 3.1.2007-05 "Surveillance épidémiologique de la tularémie".

2.17. MU 3.3.2.2124-06 "Contrôle des milieux nutritifs de diagnostic pour les indicateurs biologiques des agents pathogènes de la peste, du choléra, de l'anthrax, de la tularémie".

2.18. MUK 4.2.2316-08 "Méthodes de surveillance des milieux nutritifs bactériologiques".

2.19. MU 1.3.2569-09 "Organisation du travail des laboratoires utilisant des méthodes d'amplification d'acide nucléique lorsqu'ils travaillent avec du matériel contenant des micro-organismes des groupes de pathogénicité I-IV".

2.20. MU 4.2.2495-09 "Détermination de la sensibilité des agents pathogènes des infections bactériennes dangereuses (peste, charbon, choléra, tularémie, brucellose, morve et mélioïdose) aux médicaments antibactériens."

3. Liste des abréviations

LPS - lipopolysaccharide

MPU - institution médicale et préventive

OOI - infections particulièrement dangereuses

SP - règles sanitaires et épidémiologiques

SanPiN - règles et réglementations sanitaires et épidémiologiques

MU - directives

PBA - agent biologique pathogène

MFA - méthode des anticorps fluorescents

ELISA - dosage immunoenzymatique

PCR - réaction en chaîne par polymérase

RA - réaction d'agglutination

RNGA - réaction d'hémagglutination indirecte

RTNHA - réactions d'inhibition de l'hémagglutination indirecte

RNAt - réaction de neutralisation des anticorps

MIS - magnoimmunosorbants

RLA - réaction d'agglutination au latex

IC - immunochromatographie

Test IC - test immunochromatographique

4. Dispositions générales

Caractéristiques de la maladie et de l'agent causal de la tularémie

La tularémie est une maladie infectieuse bactérienne focale naturelle systémique zoonotique caractérisée par des symptômes d'intoxication générale, de fièvre, des changements inflammatoires dans la zone de la porte d'infection, une lymphadénite régionale et une tendance à une évolution prolongée.

Les principaux réservoirs et sources de l'agent causal de la tularémie dans des conditions naturelles sont les animaux sauvages (environ 50 espèces), principalement divers types de rongeurs et les lièvres. Sur le territoire des foyers naturels de tularémie, les moutons, les porcs et les bovins peuvent être infectés. Le réservoir et les porteurs de l'agent pathogène sont également des arthropodes suceurs de sang: acariens ixodidés et gamassidés, moustiques, taons, puces. Une personne malade ne représente pas un danger épidémiologique.

Comme toutes les zoonoses, la tularémie se caractérise par une pluralité de mécanismes (aspiration, contact, féco-oral, transmissible), ainsi que des voies et facteurs de transmission. Conformément à la Classification statistique internationale des maladies et des problèmes de santé connexes (Dixième révision. Genève, 2003, (CIM-10), et selon la localisation du processus pathologique principal, on distingue les formes suivantes de tularémie :

A21.0 - ulcéroglandulaire (ulcère bubonique);

A21.1 - oculo-glandulaire (oculo-bubonique) ;

A21.2 - pulmonaire ;

A21.3 - gastro-intestinal (abdominal);

A21.7 - généralisé ;

A21.8 - autres formes de tularémie (angino-bubonique);

5.1.1. Exigences pour les laboratoires des institutions médicales qui effectuent des recherches sur la tularémie

Les établissements médicaux dont les laboratoires effectuent des tests de diagnostic de la tularémie doivent avoir une licence pour mener des activités liées à l'utilisation d'agents pathogènes des groupes de pathogénicité (danger) III-IV.

Les laboratoires des établissements de santé doivent avoir une conclusion sanitaire et épidémiologique sur la possibilité de travailler avec des micro-organismes de pathogénicité (danger) groupes III-IV conformément à la PS actuelle sur la procédure d'émission d'une conclusion sanitaire et épidémiologique sur la possibilité de travailler avec des agents pathogènes des maladies infectieuses humaines des groupes de pathogénicité I-IV (danger)), des micro-organismes génétiquement modifiés, des poisons d'origine biologique et des helminthes.

La comptabilisation, le stockage, le transfert et le transport des cultures isolées de vibrions cholériques (suspects) doivent être effectués conformément aux documents réglementaires en vigueur sur la procédure de comptabilisation, de stockage, de transfert et de transport des micro-organismes des groupes de pathogénicité I-IV.

La conduite de la recherche à toutes les étapes - échantillonnage, stockage, livraison au laboratoire, enregistrement, procédure de recherche, délivrance des résultats, interaction avec les institutions de Rospotrebnadzor - doit être conforme aux exigences des documents réglementaires et administratifs en vigueur.

Les tests de tularémie peuvent être effectués par des spécialistes de moins de 18 ans ayant une formation médicale et biologique supérieure et secondaire, qui ont suivi des cours de formation dans la spécialité "Bactériologie" avec le développement de méthodes pour un travail sûr avec des agents pathogènes de maladies infectieuses de III- Groupes de pathogénicité IV (danger), qui ont un permis de travail avec les groupes de pathogénicité PBA III-IV sur la base de l'ordre du chef de l'établissement. Les spécialistes réalisant les tests diagnostiques de la tularémie doivent avoir les compétences professionnelles nécessaires conformément à la nomenclature des tests pratiqués (Annexe 8).

Les spécialistes engagés dans des activités liées à l'utilisation d'agents pathogènes de maladies infectieuses doivent améliorer leurs qualifications au moins une fois tous les cinq ans et détenir un certificat de spécialiste.

Le contrôle qualité des études diagnostiques de la tularémie dans les laboratoires des établissements de santé comprend :

Règles documentaires

Pour prélever du matériel et effectuer des tests de diagnostic de la tularémie dans les laboratoires de bactériologie, les établissements de santé doivent disposer :

Le personnel doit être muni d'une combinaison et d'un équipement de protection individuelle (pour le prélèvement de matériel clinique et la réalisation de réactions immunosérologiques).

5.1.2. Nomenclature et portée de la recherche

Les établissements cliniques sélectionnent du matériel clinique provenant de personnes suspectées d'avoir la tularémie, de patients atteints de diverses formes de tularémie et vaccinés, ainsi que du matériel en coupe de personnes décédées.

Dans les laboratoires bactériologiques des établissements de santé, les sérums sanguins de patients atteints de tularémie et vaccinés contre la tularémie sont testés par des méthodes immunosérologiques et allergologiques :

1) détection d'anticorps dans des sérums appariés ;

2) réalisation de la réaction de lyse des leucocytes.

Le médecin infectiologue de l'établissement de santé évalue le statut allergologique des patients en organisant un test allergique à la tularine.

5.1.3. L'ordre de diagnostic en laboratoire de la tularémie dans les laboratoires des établissements médicaux

Prélèvement et transport d'échantillons de matériel clinique

Le matériel des patients est prélevé par le personnel médical de l'établissement de santé lors de l'admission du patient, avant le début du traitement avec des médicaments antibactériens. L'échantillonnage est effectué par deux travailleurs médicaux, dont l'un est un spécialiste des maladies infectieuses ou un thérapeute (chirurgien), formé au diagnostic des infections particulièrement dangereuses et au respect des exigences de sécurité biologique lorsqu'ils travaillent avec du matériel clinique suspecté de contenir des agents pathogènes de maladies infectieuses de Groupes de pathogénicité I-II. Le matériel des personnes vaccinées est prélevé par le personnel médical des formations sanitaires

Le matériel en coupe est pris par le personnel médical des services de pathologie et d'anatomie (ou BSME) en présence d'un spécialiste des infections particulièrement dangereuses, guidé par les directives méthodologiques en vigueur pour l'organisation et la mise en œuvre des mesures anti-épidémiques primaires en cas de détection de un patient (cadavre) suspecté de maladies infectieuses qui provoquent des situations d'urgence dans les zones de bien-être sanitaire et épidémiologique de la population, conformément aux exigences réglementaires de sécurité biologique lors du travail avec des agents biologiques pathogènes des groupes I-II.

Pour être envoyés aux laboratoires bactériologiques des institutions de Rospotrebnadzor, ils prennent:

de personnes malades, selon la forme clinique de la maladie : contenu du bubon, matériel de la gorge, de la conjonctive de l'œil, écoulement ulcéreux, crachats, sang ;

de personnes décédées: ganglions lymphatiques hypertrophiés, zones altérées des poumons et de la rate, trachée;

de personnes vaccinées : sang.

Le prélèvement de tous types de matériel est réalisé dans des coupelles stériles en verre ou en plastique correspondant au volume des prélèvements.

Ponctué de bubon prendre jusqu'à 14-20 jours de maladie avec une seringue d'une capacité d'au moins 5 ml. La peau sur le site destiné à la ponction est traitée avec de l'alcool à 70%, puis lubrifiée avec une solution d'iode à 5% et à nouveau essuyée avec de l'alcool à 70%. L'aiguille est insérée de manière à ce que sa pointe atteigne la partie centrale du bubon, après quoi, tirant le piston jusqu'à l'échec, l'aiguille est lentement retirée. Le contenu est transféré dans un tube stérile avec un bouchon à vis. Il est possible d'introduire 0,3-0,5 ml de solution stérile de chlorure de sodium à 0,9% dans le bubon avant de prélever le matériel puis de sélectionner le contenu. A l'ouverture du bubon, le matériel est prélevé séparément de la partie dense périphérique et de la fistule détachable.

Avant de prendre ulcère détachable, papules, vésicules ou escarre desquamée avec une lingette désinfectante pré-injection, nettoyer soigneusement la peau autour de la zone touchée, si nécessaire, retirer les masses nécrotiques et le pus avec une lingette de gaze stérile. En faisant rouler l'écouvillon sur la surface de la plaie du centre vers la périphérie, le matériau est absorbé sur l'écouvillon pendant 5 à 10 s. L'écouvillon avec le matériau est placé dans un tube à essai ou un milieu de transport. Lors de l'utilisation d'une seringue, l'aiguille est insérée au bord de la vésicule (pustule) puis avancée vers le milieu. Dans les ulcères, un bord dense est perforé.

Flegme recueillis dans des récipients spéciaux à large ouverture avec un couvercle à vis.

Muqueuse pharyngée détachable pris à jeun ou 3-4 heures après avoir mangé. En appuyant doucement sur la langue avec une spatule, un tampon est inséré entre les arcs des amygdales et la langue (vous ne pouvez pas toucher les lèvres, les joues, la langue avec le tampon) et prélève du matériel à l'arrière du pharynx, des amygdales et des zones d'inflammation ou ulcération de la muqueuse. L'écouvillon avec le matériel est placé dans un tube à essai stérile ou dans un tube à essai avec un milieu de transport ou nutritif.

Sang pour la recherche, elles sont prises dans le respect des règles d'asepsie et des mesures de protection individuelle. Le sang est prélevé de la veine cubitale dans une quantité de 10 à 20 ml avec une seringue jetable et transféré dans un tube à essai pour l'inoculation sur des milieux nutritifs et l'infection d'animaux d'essai biologique, dans un tube à essai avec un anticoagulant (solution de citrate de sodium à 4% dans un rapport de 1:10 au volume sanguin ou une solution à 6% d'EDTA dans le rapport de 1:20 au volume de sang) pour l'analyse PCR, dans un tube à essai pour obtenir du sérum pour les réactions immunosérologiques.

Pour mettre en place une réaction d'agglutination de goutte de sang et une réaction de leucocytolyse, du sang est prélevé sur un doigt.

Écoulement de la conjonctive de l'œil doit être pris jusqu'au 17e jour de la maladie à l'aide d'un écouvillon stérile préalablement humecté d'une solution de chlorure de sodium à 0,9 %. Des échantillons de chaque œil sont prélevés avec des écouvillons séparés avec deux ou trois mouvements circulaires le long de la membrane muqueuse de l'œil. L'écouvillon avec le matériel est placé dans un tube à essai stérile ou un milieu de transport. En présence d'un écoulement purulent abondant avec un coton-tige sec stérile, le pus est prélevé de la surface interne de la paupière inférieure en se déplaçant vers le coin interne de la fente palpébrale. Il faut s'assurer que les cils ne touchent pas l'écouvillon (tenir la paupière avec la main). Livraison du matériel au laboratoire dans l'heure qui suit, si des moyens de transport spéciaux sont utilisés - dans la journée.

Les conteneurs contenant des échantillons sont étiquetés, traités à l'extérieur avec une solution désinfectante, emballés dans un sac en plastique avec une fermeture à glissière et placés dans un conteneur pour le transport de matériel biologique pour la recherche. Le conteneur avec le matériel emballé est scellé et envoyé au laboratoire par courrier sur un moyen de transport spécialement désigné. La surface de la table après emballage des échantillons est traitée avec une solution désinfectante.

Pour les échantillons livrés au laboratoire, remplir la direction (Annexe 1) qui indique : l'adresse de l'établissement auquel le ou les échantillons sont envoyés ; nom, prénom, patronyme du patient (décédé) ; sexe, âge, lieu de résidence, date de la maladie, date de consultation médicale, date d'hospitalisation, diagnostic préliminaire ; caractéristiques de l'histoire épidémiologique; si le patient a reçu un traitement antibactérien avant de prendre le matériel (quand, quels médicaments ont été utilisés, à quelle dose); type de matériel prélevé pour examen bactériologique; but de l'étude; date et heure de la collecte du matériel ; l'adresse à laquelle les résultats de l'examen bactériologique doivent être communiqués ; nom de l'institution, fonction, nom et initiales de la personne qui envoie le ou les échantillons, signature ; délai de livraison de l'échantillon ; fonction, nom et initiales de la personne qui a prélevé les échantillons.

Le matériel est transporté au laboratoire dans un sac isotherme. En l'absence de conditions de stockage du matériel au froid, le délai entre le moment de la prise du matériel et le début de l'étude ne doit pas dépasser 5 à 6 heures.

La mise en place et l'enregistrement des réactions immunosérologiques sont effectués dans le laboratoire bactériologique de l'établissement de santé conformément aux instructions d'utilisation des préparations de diagnostic. Dans la dynamique de la maladie, les sérums appariés sont examinés avec un intervalle de 7 à 10 jours. Une augmentation de 4 fois ou plus du titre d'anticorps est fiable sur le plan diagnostique.

L'hypersensibilité chez les personnes malades et vaccinées est déterminée par in vitro

La formulation et l'enregistrement des résultats d'un test allergique à la tularine (allergène liquide de la tularémie, suspension pour application sur scarification cutanée) chez les personnes infectées ou suspectées d'être infectées par la tularémie sont effectués par un infectiologue dans un établissement de santé conformément aux instructions d'utilisation du médicament.

Rappelons que le test allergique reste positif chez les personnes ayant eu la tularémie.

5.1.4. Enregistrement des résultats de recherche

L'enregistrement des résultats des tests sérologiques et allergiques des sérums pour la tularémie dans les laboratoires bactériologiques des établissements de santé est effectué conformément aux formulaires comptables établis dans l'établissement. Émission de réponses pour les histoires de cas - selon des formulaires unifiés.

5.1.5. La procédure d'interaction des institutions médicales avec les organisations de Rospotrebnadzor

5.2. La procédure d'organisation et de réalisation de diagnostics de laboratoire de la tularémie pour les branches du "Centre d'hygiène et d'épidémiologie" du FBUZ dans la municipalité (la ville et les districts administratifs du sujet, unis sur une base territoriale) dans le sujet de la Fédération de Russie

5.2.1. Exigences pour les laboratoires des branches du "Centre d'hygiène et d'épidémiologie" du FBUZ dans une municipalité d'une entité constitutive de la Fédération de Russie qui effectuent des recherches sur la tularémie

Disponibilité des permis et des documents réglementaires

Le "Centre d'hygiène et d'épidémiologie" du FBUZ dans l'entité constitutive de la Fédération de Russie, sur la base de laquelle opèrent les laboratoires bactériologiques, doit avoir une licence pour mener des activités liées à l'utilisation d'agents pathogènes de II-IV (ou III-IV ) groupes de pathogénicité (danger).

Les laboratoires des succursales du "Centre d'hygiène et d'épidémiologie" du FBUZ dans une municipalité d'une entité constitutive de la Fédération de Russie qui effectuent des recherches sur la tularémie doivent avoir une conclusion sanitaire et épidémiologique sur la possibilité de travailler avec des micro-organismes des groupes de pathogénicité III-IV (danger) conformément à l'actuel SP sur la procédure d'émission de conclusion sanitaire et épidémiologique sur la possibilité d'effectuer des travaux avec des agents pathogènes de maladies infectieuses humaines des groupes de pathogénicité I-IV (danger), des micro-organismes génétiquement modifiés, des poisons d'origine biologique et helminthes.

Les laboratoires des succursales du "Centre d'hygiène et d'épidémiologie" du FBUZ dans une municipalité d'une entité constitutive de la Fédération de Russie doivent être accrédités pour la compétence technique de la manière prescrite conformément au cadre législatif en vigueur de la Fédération de Russie.

La comptabilisation, le stockage, le transfert et le transport des échantillons de matériel clinique doivent être effectués conformément à la SP actuelle sur la procédure d'enregistrement, de stockage, de transfert et de transport des micro-organismes des groupes de pathogénicité I-IV.

L'élimination des déchets doit être effectuée conformément aux exigences sanitaires et épidémiologiques en vigueur pour le traitement des déchets médicaux.

Exigences pour les spécialistes et le personnel impliqués dans la réalisation de recherches sur la tularémie

Les tests de tularémie peuvent être effectués par des spécialistes de moins de 18 ans ayant une formation médicale et biologique supérieure et secondaire, qui ont suivi des cours de formation dans la spécialité "Bactériologie" avec le développement de méthodes pour un travail sûr avec des agents pathogènes de maladies infectieuses de III- Groupes de pathogénicité IV (danger), qui ont un permis de travail avec les groupes PBA III-IV sur la base de l'ordre du chef de l'établissement. Les spécialistes réalisant les tests diagnostiques de la tularémie doivent avoir les compétences professionnelles nécessaires conformément à la nomenclature des tests pratiqués (Annexe 8).

Les spécialistes engagés dans des activités liées à l'utilisation d'agents pathogènes de maladies infectieuses doivent être titulaires d'un certificat de spécialiste et améliorer leurs qualifications au moins une fois tous les cinq ans.

Exigences pour assurer la sécurité du personnel

Chaque laboratoire effectuant des tests pour la tularémie doit disposer d'un ensemble de documents qui déterminent le régime de travail sûr pour les employés, en tenant compte de la nature du travail, des caractéristiques technologiques et des propriétés des micro-organismes. Les documents doivent être coordonnés avec la commission de contrôle du respect des exigences de sécurité biologique, des spécialistes de la protection du travail, des mesures de prévention des incendies et approuvés par le chef de l'établissement. Les résultats de la vérification de la connaissance des règles de sécurité du personnel pendant le travail sont consignés dans un journal spécial.

Tous les employés doivent se conformer aux exigences visant à assurer la sécurité du travail avec du matériel suspect ou infecté par des agents pathogènes de maladies infectieuses des groupes de pathogénicité III-IV (danger), conformément aux documents réglementaires en vigueur.

Les employés de l'institution impliqués dans l'examen épizootologique du territoire enzootique doivent être vaccinés contre la tularémie, puis surveiller le niveau d'immunité et consigner les résultats dans un journal spécial.

La procédure d'organisation du contrôle qualité interne des analyses de laboratoire

Le contrôle de la qualité des tests de diagnostic de la tularémie dans les laboratoires comprend :

contrôle de la qualité des préparations de diagnostic et des systèmes de test, de l'eau distillée, des réactifs chimiques et des désinfectants;

vérification en temps opportun des instruments de mesure, certification des équipements de test;

contrôle qualité de la stérilisation de la verrerie de laboratoire;

contrôle du fonctionnement des stérilisateurs à vapeur et à air sec;

contrôle du fonctionnement des lampes germicides;

contrôle de la température des réfrigérateurs;

contrôle de température de thermostats;

vérification de l'état de l'air des locaux industriels et des box, de la température, de l'hygrométrie ;

inspection de l'état sanitaire des locaux, y compris les conditions de nettoyage, de désinfection, de contrôle des chasses d'eau des surfaces et des équipements.

Les résultats des contrôles sont consignés dans des journaux spéciaux.

Règles documentaires

La tenue à jour de la documentation du laboratoire, y compris l'enregistrement et les journaux de travail, est effectuée conformément aux exigences des documents réglementaires et méthodologiques en vigueur.

Exigences relatives aux ressources matérielles nécessaires pour effectuer des tests de diagnostic de la tularémie

Pour effectuer des tests de diagnostic de la tularémie dans les laboratoires bactériologiques des branches du Centre d'hygiène et d'épidémiologie, les éléments suivants doivent être disponibles :

préparations de diagnostic, systèmes de test enregistrés conformément à la procédure établie (annexe 3);

réactifs chimiques (Annexe 4) ;

appareils, équipements, consommables (Annexe 5, 6).

Il est recommandé d'avoir une trousse médicale pour le prélèvement de matériel (emballage universel pour le prélèvement de matériel sur des personnes et sur des objets environnementaux pour le dépistage de maladies infectieuses particulièrement dangereuses).

Le personnel doit être muni d'une combinaison et d'un équipement de protection individuelle.

5.2.2. Nomenclature et portée de la recherche

Les laboratoires des branches du "Centre d'hygiène et d'épidémiologie" du FBUZ dans les municipalités de l'entité constitutive de la Fédération de Russie, lors de l'exercice de la surveillance épidémiologique, surveillent l'état de l'immunité anti-tularémie chez les personnes vaccinées.

La recherche est menée dans le cadre suivant :

1) détection des anticorps ;

2) mise en scène de la réaction de lyse des leucocytes.

Si le laboratoire de l'établissement de santé n'effectue pas de tests sérologiques pour la tularémie, le sérum des patients ou des personnes soupçonnées de cette maladie est examiné à la branche du "Centre d'hygiène et d'épidémiologie" du FBUZ dans le sujet de la Fédération de Russie (par accord).

5.2.3. La procédure de diagnostic en laboratoire de la tularémie dans les laboratoires des branches du "Centre d'hygiène et d'épidémiologie" du FBUZ dans une municipalité d'une entité constitutive de la Fédération de Russie

L'état d'immunité chez les personnes vaccinées est vérifié 5 ans après la vaccination et ensuite - 1 fois en 2 ans.

Le contrôle de l'état de l'immunité anti-tularémie est effectué à l'aide d'une méthode allergologique (réaction de leucocytolyse) ou de l'une des méthodes de recherche sérologique (RA, réaction d'agglomération volumétrique, RNHA, ELISA). Dans ce cas, il est préférable d'utiliser des méthodes de recherche sérologiques. Le matériel pour l'étude est le sang et le sérum sanguin des vaccinés. Si nécessaire, vous pouvez utiliser une réaction de goutte de sang, qui vous permet de donner une réponse dans les 5 minutes et peut être délivrée avec une goutte de sang sèche.

Chez des patients ou des personnes suspectées de tularémie dans la dynamique de la maladie, des sérums appariés sont examinés à un intervalle de 7 à 10 jours. Une augmentation de 4 fois ou plus du titre d'anticorps est fiable sur le plan diagnostique.

L'hypersensibilité chez les personnes vaccinées et malades est déterminée par in vitro dans la réaction de leucocytolyse conformément aux lignes directrices en vigueur pour la surveillance épidémiologique de la tularémie.

5.2.4. Enregistrement des résultats de recherche

L'enregistrement des résultats de la recherche dans les laboratoires des branches du "Centre d'hygiène et d'épidémiologie" du FBUZ dans une municipalité d'une entité constitutive de la Fédération de Russie est effectué conformément aux formulaires comptables établis dans l'institution. Délivrance de réponses - selon des formulaires unifiés.

5.2.5. La procédure d'interaction des branches du "Centre d'hygiène et d'épidémiologie" du FBUZ dans une municipalité d'une entité constitutive de la Fédération de Russie avec d'autres organisations de Rospotrebnadzor

Les informations sur les résultats du diagnostic de laboratoire de la tularémie dans le laboratoire de la branche du Centre d'hygiène et d'épidémiologie FBUZ de l'entité constitutive de la Fédération de Russie sont transmises conformément aux documents réglementaires en vigueur.

5.3. La procédure d'organisation et de réalisation de diagnostics de laboratoire de la tularémie pour le "Centre d'hygiène et d'épidémiologie" du FBUZ dans une entité constitutive de la Fédération de Russie

5.3.1. La procédure d'organisation et de réalisation de diagnostics de laboratoire de la tularémie pour le "Centre d'hygiène et d'épidémiologie" du FBUZ au sujet de la Fédération de Russie, dans la structure de laquelle il n'y a pas de départements et de laboratoires d'infections particulièrement dangereuses

La procédure d'organisation et de réalisation de diagnostics de laboratoire de la tularémie pour les laboratoires du "Centre d'hygiène et d'épidémiologie" du FBUZ dans les entités constitutives de la Fédération de Russie, dans la structure desquelles il n'y a pas de départements ou de laboratoires d'infections particulièrement dangereuses, correspond à la procédure d'organisation et de réalisation de diagnostics de laboratoire de la tularémie pour les laboratoires des branches du "Centre d'hygiène et d'épidémiologie" du FBUZ dans une entité constitutive de la Fédération de Russie (section 5.2).

5.3.2. La procédure d'organisation et de réalisation de diagnostics de laboratoire de la tularémie pour les laboratoires d'infections particulièrement dangereuses du "Centre d'hygiène et d'épidémiologie" du FBUZ dans le domaine de la Fédération de Russie

5.3.2.1. Exigences pour les laboratoires d'infections particulièrement dangereuses FBUZ "Centre d'hygiène et d'épidémiologie" dans le domaine de la Fédération de Russie, effectuant des recherches sur la tularémie.

Disponibilité des permis et des documents réglementaires

FBUZ "Centre d'hygiène et d'épidémiologie" dans l'entité constitutive de la Fédération de Russie, sur la base de laquelle opèrent des laboratoires d'infections particulièrement dangereuses, effectuant des recherches sur la tularémie, doit avoir une licence pour mener des activités liées à l'utilisation d'agents pathogènes de II -IV groupes de pathogénicité (danger).

Les laboratoires du "Centre d'hygiène et d'épidémiologie" OOI FBUZ d'une entité constitutive de la Fédération de Russie qui effectuent des recherches sur la tularémie doivent avoir une conclusion sanitaire et épidémiologique sur la possibilité de travailler avec des micro-organismes des groupes de pathogénicité II-IV (danger) dans conformément à l'actuel SP sur la procédure d'émission de conclusions sanitaires et épidémiologiques sur la possibilité d'effectuer des travaux avec des agents pathogènes de maladies infectieuses humaines des groupes de pathogénicité I-IV (danger), des micro-organismes génétiquement modifiés, des poisons d'origine biologique et des helminthes.

Les laboratoires du "Centre d'hygiène et d'épidémiologie" du FBUZ dans une entité constitutive de la Fédération de Russie doivent être accrédités pour la compétence technique de la manière prescrite conformément au cadre législatif en vigueur de la Fédération de Russie.

La comptabilisation, le stockage, le transfert et le transport des cultures suspectes isolées de l'agent causal de la tularémie et / ou des échantillons de matériel clinique doivent être effectués conformément à la PS actuelle sur la procédure d'enregistrement, de stockage, de transfert et de transport des micro-organismes des groupes de pathogénicité I-IV.

L'élimination des déchets doit être effectuée conformément aux exigences sanitaires et épidémiologiques réglementées pour le traitement des déchets médicaux.

La conduite de la recherche à toutes les étapes : échantillonnage, stockage, livraison au laboratoire, enregistrement, procédure de recherche, délivrance des résultats, interaction avec les organisations de Rospotrebnadzor doit se conformer aux exigences des documents réglementaires en vigueur.

Exigences pour les spécialistes et le personnel impliqués dans la réalisation de recherches sur la tularémie

Les études sur la tularémie peuvent être réalisées par des spécialistes de moins de 18 ans ayant une formation médicale et biologique supérieure et secondaire, qui ont suivi des cours de formation dans la spécialité "Bactériologie" avec les bases du travail en toute sécurité avec des agents biologiques pathogènes (PBA) des groupes I -II, qui ont un permis de travail avec les groupes PBA II - IV sur la base de l'ordre du chef d'établissement. Les spécialistes menant des recherches sur la tularémie doivent avoir les compétences professionnelles nécessaires (Annexe 8).

Les spécialistes exerçant des activités liées à l'utilisation d'agents pathogènes de maladies infectieuses doivent détenir des certificats et améliorer leurs compétences au moins une fois tous les cinq ans.

Exigences pour assurer la sécurité du personnel

Chaque laboratoire effectuant des recherches sur la tularémie doit disposer d'un ensemble de documents qui déterminent le régime de travail sûr pour les employés, en tenant compte de la nature du travail, des caractéristiques technologiques et des propriétés des micro-organismes. Les documents doivent être coordonnés avec la commission de contrôle du respect des exigences de sécurité biologique, des spécialistes de la protection du travail, des mesures de prévention des incendies et approuvés par le chef de l'établissement. Les résultats de la vérification de la connaissance des règles de sécurité du personnel pendant le travail sont consignés dans un journal spécial.

Les spécialistes qui effectuent l'examen épizootologique d'un territoire enzootique pour la tularémie et son soutien en laboratoire doivent être vaccinés contre la tularémie, puis surveiller le niveau d'immunité et consigner les résultats dans un journal spécial.

Tous les employés doivent se conformer aux exigences visant à assurer la sécurité du travail avec du matériel suspect ou infecté par des agents pathogènes de maladies infectieuses des groupes de pathogénicité I-II (danger), conformément aux documents réglementaires en vigueur.

La procédure d'organisation du contrôle qualité interne des analyses de laboratoire

Le contrôle de la qualité des études diagnostiques de la tularémie dans les laboratoires de l'OOI FBUZ "Centre d'hygiène et d'épidémiologie" comprend :

contrôle de la qualité des milieux nutritifs, des préparations de diagnostic et des systèmes de test, des disques contenant des préparations antibactériennes, de l'eau distillée, des réactifs chimiques et des désinfectants;

vérification en temps opportun des instruments de mesure, certification des équipements de test;

contrôle qualité de la stérilisation de la verrerie de laboratoire;

contrôle du fonctionnement des stérilisateurs à vapeur et à air sec;

contrôle du fonctionnement des lampes germicides;

contrôle de la température des réfrigérateurs;

contrôle de température de thermostats;

vérification de l'état de l'air des locaux industriels et des box, de la température, de l'hygrométrie ;

inspection de l'état sanitaire des locaux, y compris les conditions de nettoyage, de désinfection, de contrôle des chasses d'eau des surfaces et des équipements.

Les résultats des contrôles sont consignés dans des journaux spéciaux.

Règles documentaires

La tenue à jour de la documentation du laboratoire, y compris l'enregistrement et les journaux de travail, est effectuée quotidiennement conformément aux exigences des documents méthodologiques en vigueur.

Exigences relatives aux ressources matérielles nécessaires pour effectuer des tests de diagnostic de la tularémie

Pour effectuer des tests de diagnostic de la tularémie, les laboratoires doivent avoir :

milieux nutritifs enregistrés de la manière prescrite (annexe 2);

préparations de diagnostic, systèmes de test, préparations antibactériennes enregistrées conformément à la procédure établie (annexes 3, 7);

réactifs chimiques (Annexe 4) ;

instruments, équipements, consommables (annexes 5, 6) ;

kit médical (emballage universel pour prélever du matériel sur des personnes et des objets environnementaux pour tester des maladies infectieuses particulièrement dangereuses).

Les milieux nutritifs sont soumis à un contrôle obligatoire conformément aux directives actuelles pour le contrôle des milieux nutritifs de diagnostic pour les indicateurs biologiques (pour l'agent causal de la tularémie).

5.3.2.2. Nomenclature et portée de la recherche.

Les laboratoires du "Centre d'hygiène et d'épidémiologie" OOI FBUZ des entités constitutives de la Fédération de Russie effectuent:

étude de matériel provenant de patients et de personnes décédées suspectées de tularémie ;

étude du matériel provenant de personnes soumises à un examen pour la tularémie conformément aux exigences de la surveillance épidémiologique (comme convenu) ;

étude des échantillons prélevés lors de l'enquête épizootologique du territoire ;

étude d'échantillons d'objets environnementaux;

identification de cultures isolées de l'agent causal de la tularémie selon un schéma abrégé;

contrôle de la qualité et propriétés inhibitrices des milieux nutritifs.

Des études diagnostiques du matériel sont réalisées dans le volume suivant:

a) indication de l'agent pathogène dans le matériel natif par des méthodes de diagnostic express et accéléré (MFA, PCR, ELISA, RA, RNHA, RNAb, concentration sélective sur MIS suivie d'ELISA);

b) mise en place d'un échantillon biologique ;

c) ensemencement sur milieu nutritif afin d'isoler une culture pure de l'agent pathogène ;

d) détection d'anticorps dirigés contre l'agent causal de la tularémie ;

e) identification de la culture sélectionnée selon le schéma réduit.

5.3.2.3. L'ordre des études de diagnostic de la tularémie dans les laboratoires d'infections particulièrement dangereuses du "Centre d'hygiène et d'épidémiologie" du FBUZ dans le domaine de la Fédération de Russie.

Procédure d'étude du matériel clinique

La sélection du matériel est effectuée conformément au paragraphe 5.1.

Pour identifier l'agent causal de la tularémie, des préparations de diagnostic et des milieux complexes de gélose ou de jaune avec l'ajout de cystéine, d'extraits de tissus, de sang défibriné, de glucose, enregistrés de la manière prescrite, sont utilisés. Chaque lot de gélose doit être testé pour la sensibilité à la croissance du microbe de la tularémie conformément aux documents réglementaires et méthodologiques en vigueur. Pour supprimer la croissance de la microflore étrangère, pénicilline (100 unités/ml), ampicilline (100 unités/ml), polymyxine B (50-100 µg/ml), kefzol (ou céphalexine), amphotéricine B (ou amphoglucamine), sulfate de ristomycine sont utilisés et certains autres médicaments antibactériens.

Les objets avec des cultures sont incubés à une température de 37 °C. Les cultures sont examinées après 24 à 48 heures (ci-après - quotidiennement pendant 10 jours à partir du moment du semis).

La préparation des échantillons pour la PCR est effectuée conformément aux exigences des directives pour l'organisation du travail des laboratoires utilisant des méthodes d'amplification d'acide nucléique lorsqu'ils travaillent avec du matériel contenant des micro-organismes des groupes de pathogénicité I-IV.

Examen du matériel d'une personne malade (cadavre)

Stade I :

préparation des frottis, coloration des frottis fixés selon Gram, Romanovsky-Giemsa, immunoglobulines fluorescentes de la tularémie ;

réglage PCR ;

la mise en place de réactions immunosérologiques pour détecter les antigènes et les anticorps contre l'agent causal de la tularémie (RA, MFA, RNGA, RNAt, ELISA, etc.) ;

réglage de la réaction de leucocytolyse (sang du patient);

infection des animaux de test biologique (cobayes par voie intrapéritonéale ; souris blanches par voie intrapéritonéale ou sous-cutanée (sang, bubon ponctué), sous-cutanée (expectoration, écouvillonnage de la gorge, bubon ouvert, écoulement d'ulcère, conjonctive) ;

semis sur milieu nutritif dense (sang, bubon ponctué) ;

semis sur des milieux nutritifs solides avec des inhibiteurs de la flore étrangère (crachats, prélèvement de gorge, substrat d'un bubon ouvert, écoulement d'un ulcère, conjonctive).

IIe stade(2-6 heures à partir du début de l'étude):

comptabilisation des résultats de MFA, ELISA, PCR ;

comptabilisation des résultats de RA, RPGA et RNAt après 18-24 heures ;

extradition réponse positive préliminaire basé sur la présence dans les frottis de petits bâtonnets coccoïdes de couleur gram-négative ou lilas lorsqu'ils sont colorés selon Romanovsky-Giemsa, leur luminescence spécifique lorsqu'ils sont colorés avec des immunoglobulines de tularémie fluorescentes, un résultat PCR positif, des réactions immunosérologiques positives avec des témoins négatifs.

Stade III(48-72 heures à partir du début de l'étude):

visualiser les récoltes de matériel indigène sur des plaques de gélose ;

bactérioscopie de frottis de colonies suspectes (coloration de Gram) ;

mise en place d'un test IC pour l'identification expresse d'un microbe de la tularémie avec du matériel provenant de colonies suspectes ;

criblage de colonies suspectes du microbe de la tularémie sur gélose nutritive pour isoler une culture pure ;

extradition confirmation d'une réponse positive préliminaire basé sur la présence d'une croissance caractéristique sur un milieu nutritif dense, la présence de petits bâtonnets cocciques gram-négatifs dans les frottis des colonies, un test IC positif pour l'identification rapide du microbe de la tularémie.

Stade IV(3-5 jours à partir du début de l'étude):

après l'accumulation d'une culture pure, mise en place de tests pour son identification. L'identification de la culture isolée s'effectue selon les tests suivants :

la morphologie cellulaire, la nature de la coloration de Gram et les immunoglobulines fluorescentes de la tularémie ;

la nature de la croissance sur milieu nutritif FT-arape ou sur milieu jaune replié de McCoy;

manque de croissance sur des milieux nutritifs simples (gélose peptonée à la viande et/ou bouillon);

agglutination des cultures avec du sérum spécifique de tularémie ou RLA avec une culture isolée ;

identification expresse du microbe de la tularémie à l'aide du test IC ;

identification de cibles ADN spécifiques à l'espèce par PCR ;

autopsie d'animaux morts pour essais biologiques, inoculation d'organes et de sang sur des milieux nutritifs solides, préparation et examen de frottis-empreintes d'organes, PCR avec des suspensions d'organes.

Stade V(5-15 jours à compter du début de l'étude):

comptabilisation des résultats d'identification des cultures ;

visualisation de récoltes de matériel provenant d'animaux morts d'essais biologiques ;

autopsie et examen des animaux de biotest abattus ;

extradition réponse positive finale est réalisée sur la base de l'isolement d'une culture pure du microbe de la tularémie à partir de cultures de matériel natif, de son identification par des propriétés morphologiques et culturelles, des résultats positifs de réactions immunosérologiques, de la présence d'ADN pathogène, ainsi que sur la base de l'isolement de cultures identiques provenant d'animaux de laboratoire morts ou abattus.

Deuxième groupe. Mammifères très sensibles, mais insensibles (ils sont infectés lorsque des cellules microbiennes uniques de l'agent causal de la tularémie pénètrent dans le corps, tombent gravement malades, mais se débarrassent rapidement du microbe, acquérant une immunité stable). Ce groupe comprend les mulots, toutes sortes de rats et d'écureuils terrestres, les écureuils, les tamias, les castors, les hérissons, les rats musqués, les musaraignes aquatiques, les musaraignes et certaines autres espèces de mammifères.

Troisième groupe. Mammifères malosceptibles et pratiquement insensibles. Ceux-ci incluent la plupart des mammifères prédateurs et des animaux de ferme.

Schéma de l'étude du matériel de terrain

La recherche en laboratoire du matériel de terrain commence immédiatement après sa réception. Son stockage de courte durée (pas plus de 20 heures) est autorisé à une température de 4 à 6 °C. Lorsque les animaux sont autopsiés sur le site de prélèvement, les organes peuvent être stockés et livrés au laboratoire dans un agent de conservation. Un mélange vaseline-paraffine peut servir de conservateur (1 partie de paraffine et 10 parties d'huile de vaseline sont mélangées et stérilisées pendant 45 minutes en chauffant dans un bain-marie bouillant), une solution à 5% de sel commun, en plus de la surgélation dans on utilise de l'azote liquide... Dans les conservateurs et à basse température, les organes d'animaux peuvent être conservés pendant un mois.

L'étude est réalisée par voie biologique, bactérioscopique (microscopie optique et luminescente), bactériologique (inoculation sur milieux nutritifs, isolement de cultures pures et leur identification), génétique moléculaire (analyse PCR) et immunosérologique (RA, RLA, RNGA, RNAt, RNAg , ELISA). Le schéma d'étude du matériel dépend du groupe de sensibilité des animaux et de la forme sous laquelle le matériel a été livré.

petits mammifères, prélevés dans la nature par des engins de pêche ou vivants, sont examinés par une méthode de groupe, regroupant en un seul échantillon les organes de plusieurs animaux (5 à 10) de la même espèce et capturés en un même lieu.

Pour la recherche, des morceaux de rate, de foie, de ganglions lymphatiques, de sang ou de "lavages" de la cavité thoracique sont prélevés. Le matériel est examiné par des méthodes biologiques, génétiques moléculaires et immunosérologiques.

La suspension d'organes est utilisée pour infecter les animaux d'essai biologique et pour détecter les antigènes et l'ADN de l'agent causal de la tularémie. Le sérum sanguin ou les "lavages" de la cavité thoracique sont examinés pour détecter la présence d'anticorps dirigés contre l'agent causal de la tularémie.

Cadavres d'animaux qui sont morts dans la nature, sont morts en laboratoire, ou les animaux chez lesquels, à l'autopsie, des modifications pathologiques et anatomiques caractéristiques de la tularémie ont été constatées, font l'objet d'une recherche individuelle. Des morceaux de rate, foie, reins, ganglions lymphatiques, moelle osseuse sont examinés par des méthodes biologiques, bactériologiques, génétiques moléculaires et immunosérologiques.

Dans des conditions d'épizootie établie, lors de l'étude d'animaux du premier groupe, on peut se limiter à semer des organes sur des milieux nutritifs et à la bactérioscopie de frottis d'organes, en gardant certains d'entre eux au froid jusqu'à l'obtention des résultats des études. Dans les cas douteux, recourir à la méthode biologique. Les animaux des deuxième et troisième groupes sont examinés par la méthode biologique sans faute.

La probabilité de détecter l'agent causal de la tularémie dans les organes des animaux du premier groupe lors d'un examen microscopique (il est préférable d'utiliser la microscopie à fluorescence) est beaucoup plus élevée que lors de la bactérioscopie de frottis provenant des organes des cadavres d'animaux du deuxième groupe .

Animaux domestiques(bovins, porcs, ovins, rennes) sont des espèces insensibles à la tularémie (troisième groupe). Dans leur étude, des méthodes principalement immunosérologiques sont utilisées (RA, RNGA, ELISA), moins souvent - un test intradermique avec de la tularine. Les méthodes bactériologiques et biologiques ne sont utilisées que lors de l'examen d'animaux morts, abattus ou malades. Examinez principalement les ganglions lymphatiques et la rate. Dans une étude sérologique, la possibilité de détecter des réactions croisées avec Brucella et la flore microbienne de l'intestin des animaux doit être prise en compte. Il est conseillé de tester les sérums d'animaux domestiques dans au moins deux tests sérologiques. Les réactions positives en RNGA doivent être surveillées en RTGA.

Granulés de rapaces et excréments de mammifères prédateurs il est recommandé d'étudier individuellement. La mort du microbe de la tularémie dans les granulés et les excréments se produit rapidement (le premier jour ; à des températures négatives, peut-être plus lentement), et donc les études biologiques et bactériologiques de ce matériel sont inappropriées. Des échantillons de pellets et de litière sont utilisés pour rechercher l'antigène de l'agent causal de la tularémie par des méthodes immunosérologiques et l'ADN par PCR.

Insectes suceurs de sang et autres invertébrés sont examinés par une méthode de groupe, les insectes ou les invertébrés de la même espèce (genre) et prélevés au même endroit sont combinés en un seul échantillon.

Les tiques ixodides adultes regroupent jusqu'à 50 individus.

Les larves sont réunies en 100 à 200 spécimens, les nymphes - en 50 à 100 spécimens, en fonction de leur degré de graisse. Le lavage des larves et des nymphes de tiques ixodides dans l'alcool n'est pas effectué, car. cela peut endommager l'analyse.

Les puces, les acariens gamasidés, les poux sont triés par espèce (genre), ainsi que par l'espèce animale sur laquelle ils ont été prélevés, placés dans des tubes à essai stériles puis soumis à un traitement de la même manière que les larves et nymphes de tiques ixodides .

Les insectes diptères hématophages sont euthanasiés avec des vapeurs d'éther pour limiter leur mobilité. Chez les taons, les membres et les ailes sont préalablement coupés, les moustiques et les moucherons sont examinés dans leur ensemble. Jusqu'à 25 à 50 taons ou jusqu'à 100 moustiques ou jusqu'à 250 moucherons sont inclus dans une analyse.

Hydrobiontes - phryganes, amphipodes, daphnies, cyclopes et autres avant l'étude, ils sont lavés dans plusieurs portions d'eau et 1 à 2 portions d'eau distillée stérile. Chez les animaux avec couvertures ou carapaces, ces dernières sont retirées si possible. Les animaux sont combinés en groupes de 5-10-50 spécimens, en fonction de la taille de chaque espèce.

La détection du microbe de la tularémie ou de son ADN chez les invertébrés est plus efficace lors de l'utilisation de la méthode biologique et de la PCR. Il est également possible de détecter l'antigène spécifique du LPS de la tularémie à l'aide du test IC.

Échantillons d'eau(100-200 ml) sont prélevés dans divers réservoirs : rivières, ruisseaux, étangs, lacs, marécages, puits, etc. L'étude la plus efficace de l'eau dans les noms des foyers marécageux de tularémie en hiver. Les échantillons sont prélevés dans un endroit ombragé, à une profondeur de 10 à 20 cm de la surface de l'eau stagnante ou à faible débit. 2 échantillons doivent être prélevés à chaque point. Les prélèvements sont effectués dans les habitats des animaux (près des tables d'alimentation, des terriers, des huttes de castors ou de rats musqués). La filtration, la centrifugation, les sorbants magnétiques et d'autres méthodes sont utilisées pour concentrer l'agent pathogène. Pour l'étude, une méthode biologique est utilisée (une souris blanche est injectée par voie sous-cutanée jusqu'à 1 ml et un cobaye - jusqu'à 5 ml d'eau), des méthodes génétiques moléculaires et immunosérologiques visant à détecter l'ADN et les antigènes de l'agent causal de tularémie.

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